微载体培养PK-15细胞试验条件的优化

为了优化PK-15细胞在微载体上的生长条件,在微载体浓度5 mg/mL、低糖DMEM+100 mL/L NBS培养液条件下,观察4.5×104cells/mL和8.7×104cells/mL的细胞接种密度对细胞生长的影响;在低糖DMEM+100 mL/L NBS培养液、接种密度5×104cells/mg条件下,观察3、5、10 mg/mL微载体浓度对细胞生长的影响;在3 mg/mL微载体浓度条件下、接种密度25×104cells/mL,观察MEM、高糖DMEM和低糖DMEM培养基对细胞生长的影响。结果表明,以微载体接种细胞密度4.5×104cells/mg、微载体浓度5 mg/mL在低糖DMEM培养基中培养方式效果最为理想。优化的培养工艺适用于PK-15细胞的生产。     

3种细胞培养流感病毒的比较

将流感病毒分别接种于鸡胚成纤维细胞(CEF)、Vero和MDCK细胞,并改变细胞维持液中FBS浓度,然后检测胰酶的用量、细胞培养流感病毒的最佳时间、细胞接种病毒最佳吸附时间和接种剂量、收获细胞液后的血凝素(HA)滴度.结果表明,胎牛血清对病毒的繁殖有明显抑制作用;加入约4 μg/mL的胰酶可提高病毒产量.最佳收获时间为60 h～72 h,吸附时间为90 min,接种剂量为0.1 mL/L;CEF、MDCK细胞上病毒HA滴度高于Vero细胞.     

猪乙型脑炎病毒转瓶培养工艺的研究

为了确定猪乙型脑炎病毒转瓶中培养的关键技术参数,对猪乙型脑炎病毒(SA14-14-2株)转瓶培养工艺进行研究,试验以Vero细胞、3 L转瓶培养病毒,通过对接种时间、接毒量、吸附时间、吸附温度、维持液pH值、维持培养温度、培养时间、维持液血清浓度和转瓶机转速9个条件的优化,将繁殖的病毒液冻融一次,采用病毒蚀斑数测定方法测定繁殖病毒效价。结果表明:用3 L转瓶进行培养,将Vero细胞培养至72～96 h进行病毒接种,接种量为1 200万pfu/mL的毒液3 mL,病毒吸附温度为37℃,吸附时间为60 min,吸附后用pH值为7.8、含2%胎牛血清的维持液继续培养,35℃、12 r/h旋转培养至96 h后收获毒液,冻融一次,可获得较高的效价(不低于1×10~7 pfu/mL)。说明上述条件可应用于猪Ⅰ型脑炎病毒的转移培养。     

大熊猫犬瘟热病毒（CDV-PA-1421株）微载体悬浮培养工艺研究

根据正交试验对大熊猫犬瘟热病毒(CDV-PA-1421株)在生物反应器中的培养工艺进行优化，确定关键技术参数。结果表明，大熊猫犬瘟热病毒悬浮培养最佳组合条件为：Vero细胞长成单层后，接种到生物反应器，细胞接种浓度为0.2×10⁶/mL~0.4×10⁶/mL，微载体浓度为8.0 g/L，加入MSVP培养基至工作体积。按0.01～0.1 感染复数(MOI)接种病毒，在37 ℃ pH7.2条件下培养96~120 h，细胞病变(CPE)达70%～80%时收获病毒上清液，即可获得高滴度病毒液。3批培养结果显示病毒培养工艺稳定，收获液病毒含量均在10^7.0～10^7.5 TCID50/0.1mL之间。     

H9N2亚型猪源性流感病毒在小鼠肺微血管内皮细胞内最佳增殖条件的研究

试验旨在确定H9N2亚型猪源性流感病毒(SIV)在小鼠肺微血管内皮细胞(PMVEC)中增殖的最佳条件。将PMVEC解冻、复苏、培养,取长成单层的PMVEC,在不同浓度TPCK-胰蛋白酶维持液(0.1、0.2、0.3、0.4、0.6、0.8、1.0μg/mL)、不同H9N2亚型SIV(A/swine/HeBei/012/2008/(H9N2)接种剂量(1∶10、1∶100、1∶1 000、1∶10 000、1∶100 000、1∶1 000 000和1∶10 000 000)及不同病毒吸附时间(0.5、1.0、2.0和3.0h)条件下观察PMVEC形态变化,并测定细胞上清液中H9N2亚型SIV的HA滴度。在未加病毒的情况下,低于0.6μg/mL的TPCK-胰蛋白酶对PMVEC的生长未造成任何影响,但随着TPCK-胰蛋白酶浓度的增加,PMVEC开始出现肿胀、变圆,甚至脱落;采用含有0.6μg/mL TPCK-胰蛋白酶维持液将H9N2亚型SIV稀释为不同的浓度感染PMVEC,在0.3μg/mL TPCK-胰蛋白酶维持液、10-2病毒稀释倍数感染条件下48和72h HA滴度分别为4.6log2和6.4log2;病毒吸附时间为2h且中间震荡20s的条件下H9N2HA滴度最佳。结果表明,当TPCK-胰蛋白酶维持液浓度为0.3μg/mL、病毒接种浓度为10-2、吸附时间为2h且中间震荡20s时,H9N2亚型SIV在PMVEC中增殖最佳,达到6.8log2。     

微载体灌注培养Marc-145细胞制备猪繁殖与呼吸综合征疫苗

对在生物反应器中用微载体连续灌注培养Marc-145细胞生产猪繁殖与呼吸综合征病毒的制备技术进行了研究.在14 L体积的生物反应器中,加入含10 g/L微载体的细胞培养基DMEM,接种Marc-145细胞至细胞浓度为1×105/mL,培养4d后细胞可生长至5～7×106/mL,然后以感染复数(MOI)为0.01接种PRRSV PC株病毒,接毒后36 h开始收获,连续收获3d左右,收获的病毒滴度范围在106.0～ 1073TCID50/mL之间,将收获的病毒液加入适量的保护剂,经冷冻干燥制备成疫苗,无菌、支原体等项目的检验均合格,3批疫苗的免疫保护率均为5/5.实验表明,用生物反应器微载体灌注培养Marc-145细胞制备PRRS疫苗工艺可行.     

猪繁殖与呼吸综合征病毒在Marc-145细胞微载体上培养条件的研究

通过研究搅拌程序,细胞接种密度,微载体浓度与细胞生长的关系,探索Marc-145细胞在微载体上的生长条件,并测定猪繁殖与呼吸综合征病毒在微载体培养的细胞上的TCID50。结果表明:细胞接种密度为4.28×105 cells/mL时,病毒滴度可达到107.5TCID50,这说明利用微载体繁殖PRRSV是可行的,为猪繁殖与呼吸综合征疫苗的大规模生产奠定实验基础。     

应用生物反应器培养猪传染性胃肠炎病毒

为了大规模生产猪传染性胃肠炎病毒抗原,试验采用生物反应器及微载体进行ST细胞的培养,待微载体上的ST细胞长满至单层后接种猪传染性胃肠炎病毒(TGEV).共使用生物反应器培养3批TGEV抗原,每批培养过程中分别调节初始细胞密度至2.14×106个/mL、1.83×106个/mL和2.02×106个/mL,微载体浓度为3g/L、6 g/L和9 g/L.结果表明应用生物反应器及微载体培养得到抗原的病毒含量均达到108.0 TCID50/mL,明显高于转瓶培养的病毒含量.     

微载体悬浮培养ST细胞增殖猪瘟兔化弱毒的工艺研究

从细胞接种密度、病毒接毒量、培养基三个方面进行研究和优化,并进行放大培养,建立了猪瘟病毒的微载体悬浮培养工艺:细胞接种密度为每个微载体15个细胞,病毒接毒量0.05 MOI,采用DMEM/F12培养基进行培养和细胞消化瓶批式消化分散细胞,培养的细胞可以完成生物反应器10 L到50 L的放大,培养的病毒含量达到7.6 lgTCID 50/mL、不低于400万RID/mL,工艺稳定可靠,为猪瘟疫苗工业化大规模微载体悬浮培养奠定了基础。     

猪传染性胃肠炎病毒在ST细胞中增殖规律的研究

通过孔板培养系统以及微载体和转瓶培养系统，研究了感染复数(MOI)、病毒感染时间(TOI)和病毒维持液对细胞生长和猪传染性胃肠炎病毒(TGEV)繁殖的影响。结果表明，MOI影响细胞生长速率和单位细胞病毒产量，TOI影响细胞对病毒的敏感程度以及胞内病毒的增殖速率；丰富的维生素、氨基酸等物质有利于病毒效价的提高；采用微载体和生物反应器系统生产TGEV，病毒效价可达11．3lgTCID50／0．2mL,北方瓶培养系统提高约100倍。     

鸡传染性法氏囊病病毒BJQBJQ902株在悬浮培养DF-DF-1细胞上的增殖特性研究

为探讨鸡传染性法氏囊病病毒(IBDV)BJ902株感染复数(Multiplicity of infection,MOI)、接种时间和维持液三种因素对在悬浮培养DF-1细胞上的病毒滴度影响,分别以不同MOI的IBDV BJQ902株感染悬浮培养24 h的DF-1细胞,以0.005 MOI的IBDV BJQ902株感染悬浮培养不同时间的DF-1细胞,然后以含2%胎牛血清(FBS)的高糖DMEM(HG-DMEM)作为维持液进行培养,观察感染后不同时间的细胞病变、收获感染不同时间的病毒液。以0.005 MOI感染悬浮培养24 h的DF-1细胞,然后使用含2%FBS的不同维持液(MEM、HG-DMEM、LG-DMEM)进行病毒增殖,收获不同时间的病毒液,测定病毒液的TCID_(50)。结果显示,以0.005 MOI的IBDV BJQ902种毒接种悬浮培养24 h的DF-1细胞,维持液为2%FBS的HG-DMEM进行病毒增殖,病毒接种后24~36 h收获的病毒毒价可达10~(8.3) TCID_(50)/0.1 m L以上。表明IBDV BJQ902株可以在微载体悬浮培养的DF-1细胞上高密度增殖。     

H9N2亚型猪源性流感病毒在小鼠肺微血管内皮细胞内最佳增殖条件的研究

试验旨在确定H9N2亚型猪源性流感病毒（SIV）在小鼠肺微血管内皮细胞（PMVEC）中增殖的最佳条件。将PMVEC解冻、复苏、培养,取长成单层的PMVEC,在不同浓度TPCK-胰蛋白酶维持液（0.1、0.2、0.3、0.4、0.6、0.8、1.0 μg/mL）、不同H9N2亚型SIV（A/swine/HeBei/012/2008/（H9N2）接种剂量（1：10、1：100、1：1 000、1：10 000、1：100 000、1：1 000 000和1：10 000 000）及不同病毒吸附时间（0.5、1.0、2.0和3.0 h）条件下观察PMVEC形态变化,并测定细胞上清液中H9N2亚型SIV的HA滴度。在未加病毒的情况下,低于0.6 μg/mL的TPCK-胰蛋白酶对PMVEC的生长未造成任何影响,但随着TPCK-胰蛋白酶浓度的增加,PMVEC开始出现肿胀、变圆,甚至脱落;采用含有0.6 μg/mL TPCK-胰蛋白酶维持液将H9N2亚型SIV稀释为不同的浓度感染PMVEC,在0.3 μg/mL TPCK-胰蛋白酶维持液、10^-2病毒稀释倍数感染条件下48和72 h HA滴度分别为4.6log2和6.4log2;病毒吸附时间为2 h且中间震荡20 s的条件下H9N2 HA滴度最佳。结果表明,当TPCK-胰蛋白酶维持液浓度为0.3 μg/mL、病毒接种浓度为10^-2、吸附时间为2 h且中间震荡20 s时,H9N2亚型SIV在PMVEC中增殖最佳,达到6.8log2。     

PK-15细胞微载体悬浮培养及PCV2增殖工艺研究

研究表明,PCV2仅在PK15等少数哺乳动物细胞上增殖,但由于PCV2毒力弱,且不产生细胞病变,获得高滴度病毒难度较大~([1])。因此,PCV2的培养滴度高低已成为制约现有疫苗质量的关键瓶颈之一。为建立在生物反应器内微载体逐级放大培养PK-15细胞和增殖PCV2技术,本研究以德国Sartorius14 L生物反应器微载体悬浮培养PK-15细胞,对PK-15细胞初始接种密度、搅拌转速、微载体浓度、PCV2接毒时间、接毒剂量、收毒时间等工艺参数进行了摸索和优化~([2-3])。结果表明:3 g/L的微载体和60 r/min的搅拌转速下,采用0.5×10~6cells/mL的初始接种密度操作工艺可获得最佳PK-15细胞生长效能。细胞生长后6 h接毒,采用感染复数(MOI)为0.5的接毒比例,细胞接毒后在微载体上生长96 h可获得最高的PCV2增殖滴度10~(8.5)TCID_(50)/mL,利用该工艺,经过消化转移将PK-15细胞从14 L反应器放大至42 L反应器,微载体上细胞贴附均匀、生长旺盛,42 L反应器中培养72 h细胞密度可达39.0×10~5 cells/mL,病毒滴度10~(8.3)TCID_(50)/mL,应用生物反应器培养PCV2滴度较常规转瓶培养工艺提高了近10倍。进一步表明PCV2悬浮培养放大与接毒工艺稳定,为下一步实现工业级规模化生产奠定基础。     

鸡传染性法氏囊病病毒BJQ902株在DF-1细胞系上增殖工艺研究

试验旨在通过DF-1细胞增殖获得高效价的鸡传染性法氏囊病病毒（infectious bursal disease virus,IBDV）抗原。通过病毒接种量、收毒时间、接毒时间、温度和维持液血清浓度5个培养条件的筛选和优化,对IBDV BJQ902株在DF-1细胞上的增殖工艺进行了研究。结果表明,IBDV BJQ902株在DF-1细胞上最佳增殖条件为：在37℃条件下培养,接毒量在0.01%~0.1%之间,接种时间为细胞传代后生长48~72 h,维持液血清浓度为1%~2%,收毒时间为病毒接种后60~72 h。在此培养条件下增殖病毒毒价在10^8.3~10^8.7 TCID₅₀/0.1 mL之间。     

高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒(JXA1-R株)微载体悬浮培养工艺研究

为了建立高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒(HP-PRRSV)的Marc-145微载体细胞悬浮培养工艺以提高HPPRRSV抗原效价,以BC-7L生物反应器微载体悬浮培养Marc-145细胞,对HP-PRRSV接毒时间、接毒剂量、维持液血清浓度、溶氧量参数、病毒增殖温度等工艺参数进行了摸索和优化。通过细胞悬浮培养逐级放大工艺,在BC-100L生物反应器中培养Marc-145细胞,以优化后HP-PRRSV悬浮培养工艺进行3个批次的病毒悬浮培养。结果在Marc-145细胞微载体悬浮培养的第4天按照感染复数(multiplicity of infection,MOI)为0.1的剂量接毒,接毒后以2%新生牛血清的维持液进行维持培养,溶氧参数设置为40%,最佳培养温度为37℃,最佳收获病毒时间为70~74 h。BC-100L生物反应器中培养的3批病毒增殖曲线与BC-7L培养的病毒增殖曲线相近,在接毒后72 h左右达到病毒效价高峰,病毒含量均不低于108.0TCID50/m L。表明HP-PRRSV悬浮培养工艺稳定,可以实现逐级放大、规模化生产。     

犬瘟热病毒Vero细胞悬浮产业化培养工艺研究

为克服犬瘟热疫苗现有生产工艺的缺陷,试验采用10g/L Cytodex-1型微载体,按每个微载体15～20个细胞的细胞接种量接种至微载体培养Vero细胞,细胞培养液为10％NBS的DMEM培养液.结果显示,当细胞密度达到8×106 CFU/mL时接种犬瘟热病毒,最佳培养时间30 h,接毒剂量按照MOI为0.1接种犬瘟热...     

新型CephodexD微载体在猪瘟病毒大规模增殖中的应用研究

旨在应用新型Cephodex D微载体悬浮培养ST细胞增殖猪瘟病毒。通过优化工艺条件初步实现了病毒抗原的大规模高效生产,培养过程采用流加方式保证ST细胞的营养供应。用含6%(v/v)无牛病毒性腹泻病毒(bovine viral diarrhea virus,BVDV)及其抗体的双阴牛血清MEM生长液培养ST细胞。当达到3.8×109个细胞时,接种入生物反应器中,Cephodex D微载体用量为4 g/L。当反应器内ST细胞生长至48 h,接种猪瘟病毒(classical swine fever virus,CSFV)液。继续培养4 d后进行首次病毒收获,之后每3 d收获1次,直至第5次收毒结束。整个培养过程持续18d,细胞培养至72 h,密度可达2.8×106cells/m L,生产的CSFV滴度均在100万兔体反应量(RID)/m L以上。较现有的国家标准相比,应用生物反应器和新型Cephodex D微载体悬浮培养技术,不仅病毒滴度提高了1倍,而且整个生产周期缩短了5 d,大大提高了生产效率。因此,本研究采用的新型微载体悬浮培养工艺在CSFV大规模生产中具有重要的应用价值。     

H9亚型HP株禽流感病毒繁殖规律的探索

为了研究H9亚型HP株禽流感病毒接种非免疫鸡胚后病毒的繁殖规律,试验用H9亚型HP株禽流感病毒接种非免鸡胚,记录不同时间段死亡的鸡胚数量,并分别收获各时间段死亡鸡胚的尿囊液,测定不同时间段尿囊液的病毒效价。结果表明,接种H9亚型HP株禽流感病毒后,非免鸡胚死亡高峰期出现在60～84 h,死亡数量占接种鸡胚数的80%以上,而该时间段死亡鸡胚尿囊液的病毒滴度也处于最高峰,最高到达10^9.63EID₅₀/mL,直到96 h病毒仍维持较高水平(10^9.50EID₅₀/m L),而96 h后病毒滴度开始衰减。     

Ⅰ群4型禽腺病毒DC株在LMH细胞的增殖工艺研究

为探索Ⅰ群4型禽腺病毒DC株在LMH细胞的生长特性和增殖规律,通过研究病毒接种量、收毒时间、接毒时间、温度和维持液血清浓度等病毒增殖条件,筛选、优化了病毒增殖工艺。结果表明病毒最佳的增殖条件为:在37℃条件下培养,最佳接种量为1%,接种时间为细胞传代后生长72 h,维持液血清浓度为2%,维持液中不添加0.25%胰蛋白酶,收获时间为病毒接种后72 h。LMH细胞是Ⅰ群4型禽腺病毒DC株较适合的病毒培养系统,为研制Ⅰ群4型禽腺病毒疫苗提供了有利工具。     

不同接毒方法对猪圆环病毒2型增殖的影响

本试验对比了不同的接毒方法,观察猪圆环病毒2型的繁殖情况.试验分为同步接毒(A组、B组)和异步接毒(C组、D组):同步接毒A组为在消化分装好的细胞悬液中同步接入5%(V/V)的PCV2种毒,B组为在消化分装好的细胞悬液中同步接入3%(V/V)的PCV2种毒,24 h后再接种2%种毒;异步接毒C组为在生长良好、 培养24 h的单层细胞中接种5%(V/V)的PCV2种毒,D组为在生长良好、培养48 h的PK15单层细胞中接种5%(V/V)的PCV2种毒.四组均在接种后培养72 h收获,进行病毒含量检测.试验结果显示:A组的病毒含量为107.0~7.25TCID50/mL,B组病毒含量为106.75~7.0TCID50/mL,C组的病毒含量为106.4~6.5TCID50/mL,D组的病毒含量为106.25~6.5TCID50/mL.试验结果表明,采用同步接毒法的病毒含量明显高于异步接毒法,在细胞悬液中同步一次性接入5%种毒,病毒的增殖量最高.