不同MDCK单克隆细胞株对H5亚型禽流感病毒增殖条件和放大工艺的研究

为了解H5亚型禽流感病毒rFJ56株在MDCK全悬浮细胞上的增殖规律,确定100 L生物反应器工艺的最适接毒量和收获时间,对H5亚型禽流感病毒rFJ56株敏感的MDCK全悬浮细胞进行单克隆筛选和全悬浮驯化,筛选出对该毒株最敏感的MDCK单克隆细胞株;在摇瓶工艺的基础上,将该细胞在100 L生物反应器中接种H5亚型禽流感病毒rFJ56株,检测接种后不同时间病毒HA效价和病毒滴度(EID_(50)),确定最适接毒量和收获时间。共筛选出22株MDCK全悬浮细胞单克隆细胞株,其中5株对H5亚型禽流感病毒rFJ56株最敏感,接种后病毒HA效价均可达到9 log2;对MDCK单克隆细胞株按0.01%体积比接种H5亚型禽流感病毒rFJ56株,在100 L生物反应器中培养60 h,HA效价可达10 log2,病毒含量可达10~(8.17)EID_(50)/0.1 mL,可为H5亚型禽流感病毒无血清全悬浮培养放大工艺提供参考。     

高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒(JXA1-R株)微载体悬浮培养工艺研究

为了建立高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒(HP-PRRSV)的Marc-145微载体细胞悬浮培养工艺以提高HPPRRSV抗原效价,以BC-7L生物反应器微载体悬浮培养Marc-145细胞,对HP-PRRSV接毒时间、接毒剂量、维持液血清浓度、溶氧量参数、病毒增殖温度等工艺参数进行了摸索和优化。通过细胞悬浮培养逐级放大工艺,在BC-100L生物反应器中培养Marc-145细胞,以优化后HP-PRRSV悬浮培养工艺进行3个批次的病毒悬浮培养。结果在Marc-145细胞微载体悬浮培养的第4天按照感染复数(multiplicity of infection,MOI)为0.1的剂量接毒,接毒后以2%新生牛血清的维持液进行维持培养,溶氧参数设置为40%,最佳培养温度为37℃,最佳收获病毒时间为70~74 h。BC-100L生物反应器中培养的3批病毒增殖曲线与BC-7L培养的病毒增殖曲线相近,在接毒后72 h左右达到病毒效价高峰,病毒含量均不低于108.0TCID50/m L。表明HP-PRRSV悬浮培养工艺稳定,可以实现逐级放大、规模化生产。     

猪瘟疫苗微载体悬浮培养生产工艺试验

为优化猪瘟病毒(CSFV)的BT细胞悬浮培养工艺以提高CSFV抗原含量,采用2 L生物反应器对BT细胞的最佳接种密度、CSFV的最佳接种剂量进行了摸索和优化,采用优化的工艺参数,进行了BT细胞5倍消化放大工艺验证,同时对比了BT细胞悬浮培养工艺与转瓶培养工艺增殖CSFV的差异。结果表明,在3 g/L微载体浓度下,采用1.5×10~5个/mg的细胞初始接种密度,培养72 h可获得最佳细胞密度;采用MOI(感染复数)为0.5的接种剂量可收获≥106.8FAID_(50)/mL的CSFV抗原;BT细胞从2 L到10 L生物反应器的5倍消化放大工艺验证试验,3批细胞培养96 h均能达到4.0×10~6个/mL以上;悬浮培养工艺增殖的CSFV抗原含量约是转瓶培养工艺的15倍。以上试验为猪瘟疫苗的生物反应器规模化生产奠定了基础。     

BHK-21细胞悬浮驯化及对新城疫病毒悬浮培养工艺研究

为建立新城疫病毒在BHK-21细胞的无血清全悬浮培养工艺以获得高滴度和高纯度的新城疫悬浮培养抗原,通过悬浮培养驯化和筛选获得了形态良好、稳定传代的BHK-21-sc悬浮细胞株;该细胞以初始密度0.5×10~6 cells/mL接种,培养72 h可增殖到6×10~6cells/mL,细胞活率达95%。以5 L生物反应器悬浮培养BHK-21-sc细胞,对鸡新城疫病毒La Sota株的接毒剂量、TPCK胰酶添加浓度、病毒培养温度、收获时间等工艺参数进行了摸索和优化;并在5L-16L-50L生物反应器中进行逐级放大,以优化后的鸡新城疫悬浮培养工艺进行3个批次病毒悬浮培养。最终确定鸡新城疫病毒La Sota株接种BHK-21-sc悬浮细胞株的悬浮培养工艺:BHK-21-sc细胞悬浮培养的第3天按照感染复数(multiplicity of infection,MOI)为0.005接种病毒,并添加终浓度为5μg/mL的TPCK胰酶,于33℃培养72 h后收获病毒液。应用该悬浮培养工艺在5、16、50 L反应器上悬浮培养BHK-21-sc悬浮细胞株生产鸡新城疫病毒HA滴度不低于9log2,病毒含量不低于10~(6.0)TCID_(50)/0.1mL。表明BHK-21-sc细胞无血清全悬浮生产鸡新城疫病毒工艺稳定,可以实现逐级放大和规模化生产。     

PK-15细胞微载体悬浮培养及PCV2增殖工艺研究

研究表明,PCV2仅在PK15等少数哺乳动物细胞上增殖,但由于PCV2毒力弱,且不产生细胞病变,获得高滴度病毒难度较大~([1])。因此,PCV2的培养滴度高低已成为制约现有疫苗质量的关键瓶颈之一。为建立在生物反应器内微载体逐级放大培养PK-15细胞和增殖PCV2技术,本研究以德国Sartorius14 L生物反应器微载体悬浮培养PK-15细胞,对PK-15细胞初始接种密度、搅拌转速、微载体浓度、PCV2接毒时间、接毒剂量、收毒时间等工艺参数进行了摸索和优化~([2-3])。结果表明:3 g/L的微载体和60 r/min的搅拌转速下,采用0.5×10~6cells/mL的初始接种密度操作工艺可获得最佳PK-15细胞生长效能。细胞生长后6 h接毒,采用感染复数(MOI)为0.5的接毒比例,细胞接毒后在微载体上生长96 h可获得最高的PCV2增殖滴度10~(8.5)TCID_(50)/mL,利用该工艺,经过消化转移将PK-15细胞从14 L反应器放大至42 L反应器,微载体上细胞贴附均匀、生长旺盛,42 L反应器中培养72 h细胞密度可达39.0×10~5 cells/mL,病毒滴度10~(8.3)TCID_(50)/mL,应用生物反应器培养PCV2滴度较常规转瓶培养工艺提高了近10倍。进一步表明PCV2悬浮培养放大与接毒工艺稳定,为下一步实现工业级规模化生产奠定基础。     

ST细胞全悬浮培养的驯化及其培养伪狂犬病毒的工艺研究

将Siat7e基因转染ST细胞,筛选,驯化得到一株可悬浮培养的ST细胞株,此株细胞能够稳定连续传代,适应无血清、高密度培养,最高密度可达6×10⁶/mL,从摇瓶放大至生物反应器,生长稳定;采用驯化的全悬浮ST细胞培养伪狂犬病毒,从接毒时细胞密度、接毒量、收获时间三个方面优化了伪狂犬病毒的培养参数,确定接毒时细胞密度为2.0×10⁶/mL~3.0×10⁶/mL,接毒量为0.1 MOI~1 MOI,收毒时间为接毒后24 h~36 h。经过50 L生物反应器3个批次的工艺验证,培养的病毒含量均不低于109.0TCID50/mL,说明驯化的ST全悬浮细胞适合伪狂犬病毒的培养。     

重组禽流感病毒H5亚型Re-7株在MDCK细胞上增殖条件的研究

为了探索重组禽流感病毒H5亚型Re-7株在MDCK细胞上的增值规律,确定最适的接毒量与最佳收获时间。将重组禽流感病毒H5亚型Re-7株接种至100 L生物反应器全悬浮无血清培养的MDCK细胞进行增殖试验,检测不同病毒感染量,接种后不同时间病毒的HA、TCID50以及EID50。根据确定的最佳增值条件将病毒接种到MDCK细胞中进行大规模增殖培养。确定最适接毒量MOI为10~(-2),最佳收获时间为60 h。在100 L生物反应器中进行重复验证,获得稳定的试验结果,病毒HA达到1∶1024,每1 m L病毒含量达到107.33TCID50,每0.1 m L病毒含量达到106.83EID50。研究为重组禽流感病毒H5亚型Re-7株的全悬浮规模化生产提供了相对稳定的参数指标。     

Marc-145细胞微载体悬浮培养消化放大技术研究

为了建立Marc-145细胞微载体培养放大技术,使其用于猪繁殖与呼吸综合征(porcine reproductive and respiratory syndrome,PRRS)疫苗的规模化生产,试验在7 L生物反应器内微载体培养Marc-145种子细胞,再用胰蛋白酶消化,然后进行逐级放大培养,并通过细胞最佳消化状态试验、保留胰蛋白酶消化液的影响试验、测试回收微载体试验等方法摸索胰蛋白酶消化放大技术参数。结果表明:Marc-145细胞在初级生物反应器内培养时,微载体使用量为5 g/L,细胞密度达3.18×10~6个/mL,并且在状态饱满时进行消化放大;在14 L生物反应器内培养时,Marc-145细胞均匀分布在微载体上并且代谢旺盛,在细胞密度为2.91×10~6个/mL时进行14 L消化放大;在14 L生物反应器内培养Marc-145细胞时,采用批培养方式,细胞比生长速率最大达0.031/h,在培养96小时时细胞密度达2.37×10~6个/mL。说明试验成功建立了生物反应器微载体培养Marc-145细胞的胰蛋白酶消化放大技术,并实现了逐级放大。     

无血清悬浮培养BHK21细胞增殖伪狂犬病毒的参数研究

旨在筛选适合生物反应器悬浮培养BHK21细胞的无血清培养基,并利用该技术培养伪狂犬病毒。通过筛选市售的无血清培养基,以细胞形态、细胞活率和增殖倍数作为驯化指标,对BHK21细胞进行无血清驯化;对使用10 L和40 L生物反应器无血清悬浮培养BHK21细胞的参数进行研究;同时利用筛选的无血清培养基和悬浮细胞进行伪狂犬病毒增殖测试。结果表明,市售培养基Ⅰ符合筛选要求,其培养的细胞形态比较均一,结团少,细胞生长2 d的增殖倍数为3.5倍,细胞活率在95%以上;生物反应器悬浮培养BHK21细胞的最适参数为转速80 r/min、pH值7.2、DO 60%;利用该工艺技术培养伪狂犬病毒,当接种细胞密度为6×10⁶ cells/mL,接毒剂量为0.3%时,48 h收获的病毒液滴度可达10^9.5 TCID₅₀/mL。该试验实现了伪狂犬病毒的无血清悬浮生产,为其生产工艺的优化提供了可能。     

微载体悬浮培养ST细胞增殖猪瘟兔化弱毒的工艺研究

从细胞接种密度、病毒接毒量、培养基三个方面进行研究和优化,并进行放大培养,建立了猪瘟病毒的微载体悬浮培养工艺:细胞接种密度为每个微载体15个细胞,病毒接毒量0.05 MOI,采用DMEM/F12培养基进行培养和细胞消化瓶批式消化分散细胞,培养的细胞可以完成生物反应器10 L到50 L的放大,培养的病毒含量达到7.6 lgTCID 50/mL、不低于400万RID/mL,工艺稳定可靠,为猪瘟疫苗工业化大规模微载体悬浮培养奠定了基础。     

生物反应器培养BHK-21悬浮细胞增殖伪狂犬病病毒工艺优化

旨在筛选伪狂犬病病毒（PRV）敏感的BHK-21细胞并分析其生长和病毒增殖特性,优化反应器中BHK-21悬浮细胞的培养和病毒增殖条件,建立生物反应器培养BHK-21悬浮细胞增殖PRV工艺。本研究利用响应面和单因素优化法,以细胞生长动力学特性、TCID₅₀病毒滴度等参数为指标,优化1.2 L生物反应器中BHK-21悬浮细胞的最佳培养和增殖病毒条件,在5 L生物反应器中进一步批培养验证。结果显示,筛选获得PRV高敏感的BHK-21-02贴壁细胞和BHK-21-XF02悬浮细胞各1株,BHK-21-XF02悬浮细胞在含3%血清的SLM-BHK低血清培养基和SFM-BHK无血清培养基中均能实现良好的生长和病毒增殖。利用响应面法优化得到1.2 L反应器最佳培养条件为接种密度1.20×10⁶cells·mL^-1、搅拌转速120 r·min^-1、DO值40%,5 L反应器批培养72 h细胞密度可达（7.61±0.18）×10⁶ cells·mL^-1、细胞活率为（96.93±1.18）%。利用单因素法优化得到1.2 L反应器最佳病毒增殖条件为MOI 0.001、培养温度37℃、细胞密度2.0×10⁶cells·mL^-1、搅拌转速80 r·min^-1,5 L反应器批培养接毒后48 h病毒滴度达到最大值（7.13±0.11） lgTCID₅₀·mL^-1。本研究可为PRV疫苗相关研究和规模化生产提供参考。     

应用激流式生物反应器大规模悬浮培养昆虫细胞(sf9)的工艺研究

应用激流式生物反应器对大规模悬浮培养sf 9细胞的工艺进行了研究,通过摸索细胞接种密度、溶解氧(DO)、反应器转速3项工艺参数,成功实现了sf 9细胞的大规模悬浮培养,细胞密度最高可达到0.8~1.5×106/ml,生长状态良好。     

基于生物反应器的猪流行性腹泻病毒(ZJ/15株)悬浮培养工艺研究

为了优化生物反应器全悬浮培养技术制备猪流行性腹泻病毒(ZJ/15株)的工艺,试验首先通过摇瓶培养对病毒接种时的细胞密度、胰酶浓度、接毒剂量和收毒时间等培养条件进行优化;之后按照摇瓶培养确认的工艺进行生物反应器全悬浮培养工艺验证,同时对pH值、溶氧值(DO)、转速等培养参数进行优化,以病毒含量(TCID₅₀)为指标,最终筛选出在15L生物反应器中培养猪流行性腹泻病毒(ZJ/15株)的最优条件,并进一步在50L生物反应器中进行工艺验证,将病毒液灭活后稀释至1×10^7.0 TCID₅₀/mL免疫怀孕75～90d的健康易感初怀母猪,在分娩当日,采集母猪和仔猪血清,并对分娩的3日龄仔猪攻毒进行免疫原性试验。结果表明：猪流行性腹泻病毒(ZJ/15株)在摇瓶上的最适培养条件为当细胞密度达到6×10⁶ 个/mL以上时,用含胰酶(终浓度为20μg/mL)的无血清培养基将细胞密度稀释至2×10⁶ 个/mL,按感染复数(MOI)=0.1接毒,130 r/min摇床振荡培养36h可收获病毒液,病毒含量...     

Vero细胞生物反应器微载体悬浮培养工艺的建立

为了实现非洲绿猴肾细胞(Vero细胞)在生物反应器中的大规模生产,并使其可在以Vero细胞为细胞基质的病毒疫苗生产中应用,试验采用控制变量法对Vero细胞微载体悬浮培养相关参数进行逐一摸索研究。结果表明:在3~5 g微载体、1 L培养体系中,使用DMEM培养基、血清浓度为8%~10%、初始接种密度为30~50个/球,采用灌流式培养方式可使细胞达到最佳状态。说明成功建立了Vero细胞生物反应器的微载体悬浮培养工艺。     

应用生物反应器生产高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒抗原

应用激流式生物反应器培养Marc-145细胞生产高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒,并通过工艺优化,实现了病毒抗原的高效生产。首先将Marc-145细胞用含6 0mL/L牛血清的DMEM培养液复苏放大培养,当细胞量达到3×109时,接种入反应器中。先用细胞生长液培养,当细胞达到最大量时更换生长液为维持液,并接种HP-PRRSV。整个过程采用流加方式,每8h采样测定培养上清中葡萄糖浓度。接种病毒后,每24h测定培养上清HP-PRRSV滴度。6个批次细胞生长至88h,糖耗达到最高水平。连续3个批次种毒后培养至96h,上清中HP-PRRSV滴度达到最高,平均约为每106.4 TCID50/0.1mL。因此,认为应用激流式生物反应器进行细胞培养,通过过程工艺优化,可以实现HP-PRRSV抗原的高滴度生产。     

不同微载体浓度在高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒培养中的比较

正微载体悬浮培养高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒是提升该疫苗产品质量的重要工艺技术,细胞微载体悬浮培养不仅可以提高单位体积内的细胞量、提高病毒产品效价,同时还具有劳动成本低、产品批间差异小等优点。在提升并保证病毒含量的基础上降低微载体的使用浓度,是生产部门提质降本的方向。我公司利用5L和50L生物反应器微载体悬浮培养Marc145细胞,对接毒时细胞活力、细胞密度的选择、接毒剂量、病毒收获时机等工艺参数优化基础上,进行了微载体使用浓度的比较,确定了适合的微载体使用浓度,达     

激流灌注式生物反应器培养猪繁殖与呼吸综合征活疫苗(R98株)工艺的研究

为建立猪繁殖与呼吸综合征(PRRS)疫苗的大规模生产工艺,本研究应用工作体积为l00 L的激流灌注式生物反应器培养Marc-145细胞,接种PRRS病毒R98株(PRRSV-R98),进行病毒培养,结果显示,培养6d细胞数量可增殖5倍～7倍,单次病毒收获量相当于3 000个～5 000个10L转瓶,而且培养的PRRSV-R98各项指标均符合规程要求.本研究在国内首次建立了应用100 L激流灌注式生物反应器制备PRRS活疫苗的生产工艺,为规模化培养工艺的推广与使用提供了技术参数.     

BHK-21细胞规模化培养鸡新城疫病毒工艺的研究和初步应用

为了实现鸡新城疫病毒HN2018株(基因Ⅶ型)在乳仓鼠肾(BHK-21)细胞上的无血清规模化培养，本试验采用悬浮培养技术驯化和筛选了1株能够稳定传代的BHK-21-xh悬浮细胞株；使用该细胞以初始密度为100×10⁴个/mL接种摇瓶进行培养，并对摇瓶培养鸡新城疫病毒HN2018株的接毒细胞密度、培养温度、接毒量、收毒时间等工艺参数进行摸索和优化；利用摇瓶优化的病毒培养工艺，在10和100 L生物反应器中逐级放大培养BHK-21-xh悬浮细胞，接种鸡新城疫病毒；采用生物反应器悬浮培养的鸡新城疫病毒HN2018株细胞毒与鸡胚毒分别制备成灭活疫苗，免疫SPF鸡进行免疫效力的比较。结果显示，在摇瓶中培养72 h细胞密度均不低于800×10⁴个/mL,细胞活率均不低于96%;按照BHK-21-xh细胞密度不低于800×10⁴个/mL,病毒感染复数(MOI)为0.216进行接毒，同时添加终浓度为20μg/mL的胰蛋白酶，于35℃温度条件下培养64～72 h收获病毒液，鸡新城疫悬浮培养细胞毒红细胞凝集(HA)效价最高能够达到10log...     

全悬浮培养LMH细胞制备FAdV-4灭活疫苗的研究

通过对LMH细胞进行驯化,获得一株可全悬浮培养的LMH细胞,命名为LMH-S。此细胞可适应无血清、高密度悬浮培养,以初始细胞密度0.5×10⁶/mL～1×10⁶/mL接种,细胞密度最高达6×10⁶/mL。研究确定生物反应器悬浮培养LMH-S细胞制备FAdV-4抗原的最优参数为：接毒时细胞密度2×10⁶/mL～3×10⁶/mL、接毒量0.1MOI～1MOI、接毒后48 h～72 h收毒,所获抗原病毒含量不低于10^9.25TCID₅₀/mL。试验鸡分别免疫0.02 mL、0.05 mL、0.1 mL、0.3 mL疫苗,攻毒保护率分别为9/10、10/10、10/10、10/10,表明疫苗有效性良好。本试验成功建立了LMH全悬浮培养细胞株,确定了FAdV-4抗原的生物反应器悬浮培养工艺,验证了悬浮培养抗原的免疫原性,为高效FAdV-4灭活疫苗的研制奠定了基础。     

新型CephodexD微载体在猪瘟病毒大规模增殖中的应用研究

旨在应用新型Cephodex D微载体悬浮培养ST细胞增殖猪瘟病毒。通过优化工艺条件初步实现了病毒抗原的大规模高效生产,培养过程采用流加方式保证ST细胞的营养供应。用含6%(v/v)无牛病毒性腹泻病毒(bovine viral diarrhea virus,BVDV)及其抗体的双阴牛血清MEM生长液培养ST细胞。当达到3.8×109个细胞时,接种入生物反应器中,Cephodex D微载体用量为4 g/L。当反应器内ST细胞生长至48 h,接种猪瘟病毒(classical swine fever virus,CSFV)液。继续培养4 d后进行首次病毒收获,之后每3 d收获1次,直至第5次收毒结束。整个培养过程持续18d,细胞培养至72 h,密度可达2.8×106cells/m L,生产的CSFV滴度均在100万兔体反应量(RID)/m L以上。较现有的国家标准相比,应用生物反应器和新型Cephodex D微载体悬浮培养技术,不仅病毒滴度提高了1倍,而且整个生产周期缩短了5 d,大大提高了生产效率。因此,本研究采用的新型微载体悬浮培养工艺在CSFV大规模生产中具有重要的应用价值。