CRISPR/Cas9介导的绵羊胎儿成纤维细胞肌肉生长抑制素基因敲除研究

肌肉生长抑制素(myostatin,MSTN)基因突变可引起动物出现"双肌"性状,提高产肉性能。利用CRISPR/Cas9技术制备MSTN基因敲除的绵羊胎儿成纤维细胞,为制备MSTN基因敲除羊提供材料。设计构建4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,脂质体转染细胞后,通过SURVEYOR分析和测序等方法对敲除效率进行检测,采用极限稀释法挑选稳定敲除的细胞系。试验成功构建了4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,细胞转染后,测序结果显示pX330-target 1和pX330-target 4载体作用的靶位点处出现突变,SURVEYOR分析检测其在靶位点产生切割的效率分别为24.20%和10.18%。通过极限稀释法,获得12个MSTN基因突变的细胞克隆,其中1个为纯合突变。序列比对发现靶位点处有小片段碱基插入或缺失突变,部分会出现移码突变。成功利用CRISPR/Cas9系统实现了绵羊MSTN基因敲除,证明该系统可有效应用于绵羊基因编辑,产生的突变细胞系为制备MSTN基因敲除羊提供了材料。     

CRISPR/Cas9系统在鸡MSTN上的效率验证

随着基因编辑技术的飞速发展,CRISPR/Cas9技术逐渐成为主流。为了验证CRISPR/Cas9系统在鸡基因组上的切割效率,在鸡肌肉生长抑制素(Myostatin,MSTN)基因第1、第2外显子上各自筛选了5个Cas9靶点,构建p X330-sg RNA表达载体;将GFP质粒电转入DF-1细胞,通过检测表达GFP细胞的比例来优化电转程序;将载体用优化后的电转程序电转入DF-1细胞,培养72 h;最后收集细胞提取基因组,通过T7核酸内切酶Ⅰ(T7EⅠ)酶切试验,选出具有Cas9切割效率的靶点片段,将该片段连入p MD19-T载体,测序并分析结果。结果表明CRISPR/Cas9系统可以成功对DF-1细胞基因组进行切割并引入突变,其中1号外显子上4号靶点的突变率为64.3%,2号外显子上2号靶点的突变率为23.3%。研究表明CRISPR/Cas9系统在DF-1细胞中可以有效切割基因组,为CRISPR/Cas9技术应用于鸡的基因组编辑提供科学依据。     

靶向敲除猪ApoE基因的CRISPR/Cas9系统构建及基因组检测

通过敲除猪的ApoE基因,为后期构建ApoE缺陷型动物模型奠定基础。利用CRISPR/Cas9系统和实验室前期构建的报告载体,分别构建了靶向猪ApoE基因的两个CRISPR/Cas9表达载体和相应的报告载体。通过CRISPR/Cas9表达载体和RG(Red-GFP)报告载体转染HEK 293T细胞荧光观察结果显示,构建的CRISPR/Cas9表达载体均有较高的活性,进一步在流式细胞仪上检测其活性分别为6.50%和6.83%。将CRISPR/Cas9表达载体和RPG(Red-PuroR-GFP)报告载体转染PK15细胞系,经过嘌呤霉素药物筛选后,对富集到的细胞进行基因组检测。结果显示本系统能够对猪PK15细胞中的ApoE基因进行有效的敲除,其敲除效率分别为40%、53.3%。试验结果可为ApoE敲除猪动物模型的构建提供理论依据。     

CRISPR/Cas9介导CPED1基因敲除载体活性的验证

试验旨在利用CRISPR/Cas9技术分别在鸡成纤维细胞DF-1和鸡胚胎干细胞(Em-bryomic stem cell,ESCs)上介导CPED1基因敲除,以期为后续研究CPED1基因功能提供技术依据。克隆CPED1基因全长;构建cas9/g RNA载体并转染DF-1和ESCs,经流式分选阳性细胞,采用T7E1酶切法选择活性最佳的敲除载体并分析其敲除效率;同时,对DF-1中的脱靶效率进行检测。结果成功克隆鸡CPED1基因,并构建3个cas9/g RNA载体;T7E1酶切结果表明cas9/g RNA1载体在DF-1阳性细胞中的敲除活性(37%)最佳,该载体也可定点敲除ESCs中的CPED1基因,敲除活性为25%,且在DF-1细胞中未发生脱靶。表明CRISPR/Cas9可有效介导鸡CPED1基因在DF-1和ESCs上敲除。     

利用CRISPR/Cas 9技术构建大肠杆菌aroA基因的敲除系统及其初步应用

旨在利用CRISPR/Cas 9新型基因编辑技术构建大肠杆菌aroA基因的敲除系统,并分析其对不同大肠杆菌aroA基因敲除、修复的差异。首先构建靶向aroA基因的CRISPR/Cas 9载体;随后人工设计同源修复供体基因序列,并亚克隆到CRISPR/Cas 9载体中,构建成完整的CRISPR/Cas 9基因敲除体系;将该系统分别应用到大肠杆菌DH10B、DH5α和JM109细胞中,PCR鉴定筛选到的阳性菌株,并回收其扩增条带进行克隆、测序。CRISPR/Cas 9载体的酶切与测序结果均正确,表明载体构建成功;PCR鉴定结果显示,该系统对三种大肠杆菌均能进行aroA基因的有效敲除,敲除效率为46%~58%;测序结果进一步证实目的基因敲除成功。本试验成功构建大肠杆菌aroA基因CRISPR/Cas 9敲除系统,为进一步研究致病菌aroA基因功能及开发减毒大肠杆菌疫苗提供新型、有效的基因敲除工具。     

CRISPR/Cas9基因敲除研究进展

功能基因组学的发展促进基因敲除技术的进步,基因敲除技术从载体的构建到细胞筛选再到动物模型都取得长足进步。基因敲除手段种类繁多,其中CRISPR/Cas9作为常用的基因编辑技术,具有高效、便捷、精确等优点,在农业、医学、生物学的模型构建中被广泛运用。随着科研工作的逐渐深入,CRISPR/Cas9技术逐渐渗透到植物和微生物研究领域中。文章综述近年来CRISPR/Cas9的应用,为科研工作的开展提供参考。     

利用CRISPR/Cas9技术制备敲除Myostatin基因牛胎儿成纤维细胞株

CRISPR/Cas9系统作为第3代人工核酸内切酶,是一种具有广阔应用前景的基因定点修饰工具。肌肉生长抑制素(Myostatin,MSTN)基因能够负向调节肌肉的生长,影响动物的产肉量。为了获得MSTN基因敲除的细胞株,给转基因动物的制备提供材料,试验利用CRISPR/Cas9系统的不同类型的表达载体对牛MSTN基因外显子序列随机设计靶位点,利用T7核酸内切酶I(T7EI)从中挑选出敲除效率最高的靶位点的表达载体,在无筛选标记条件下对牛胎儿成纤维细胞进行基因敲除。结果表明:经过长时间培养获得了基因敲除的细胞株。说明CRISPR/Cas9技术用于基因敲除方面的研究应用前景广阔。     

鸡Apob基因组织表达与CRISPR/Cas9敲除系统的构建

旨在探究Apob基因在鸡肝脂质代谢过程中的功能。本研究对鸡Apob蛋白进行理化性质分析；利用RT-qPCR检测Apob基因在4周龄黄羽肉鸡组织中的表达情况，每组设置3个重复，进行3次平行试验。根据鸡Apob蛋白关键结构域，在Apob基因外显子设计3对sgRNA，构建Cas/gRNA载体；将重组质粒转染DF-1细胞后，利用T7核酸内切酶I （T7 endonuclease I，T7EI）酶切法和TA克隆测序法筛选敲除活性位点并计算敲除效率。利用RT-qPCR检测基因敲除后亚克隆细胞中Apob基因mRNA表达情况。结果表明，鸡Apob的相对分子质量为523.356 ku，平均亲水性为-0.300，为稳定的蛋白质，并且该基因主要在鸡的肝、肾和小肠组织表达。敲除载体转染至DF-1细胞后，T7EI酶切发现，Cas/gRNA6、Cas/gRNA7和Cas/gRNA8三个位点均可发挥敲除活性，TA克隆测序结果表明，三者的敲除效率分别为33.3%、65%和80%。同时，RT-qPCR结果显示，转染Cas9/gRNA7、Cas9/gRNA6、Cas9/gRNA8的细胞中Apob基因mRNA表达水平约分别下调99.96%（P<0.01）、85%（P<0.01）、47%（P<0.05）。综上所述，本研究揭示了鸡Apob基因在组织中的表达特点和蛋白的理化性质；成功构建了鸡Apob基因CRISPR/Cas9敲除载体，并筛选出最佳敲除位点，获得了Apob基因敲除的亚克隆细胞，为进一步探索Apob基因在鸡肝中的功能奠定了基础。     

新型基因组编辑技术研究进展

基因组编辑技术是一种能精确靶向修饰生物基因组,实现对基因定点敲除和外源基因定点整合的技术。新出现的锌指核酸酶(ZFN)、转录激活子样效应因子核酸酶(TALEN)和规律性重复短回文序列簇与Cas9蛋白(CRISPRs/Cas9)系统3种新型的基因组编辑技术通过特异性结构识别靶位点,核酸酶发挥切割作用对靶位点进行定点编辑。3种新型基因编辑技术因具有高效准确、制作简单、耗时短等特点而在生命科学研究中得到广泛应用。论文对目前三种新型的基因组定点编辑技术的特点、结构原理、构建方法以及在传统生物模型、功能基因筛选、人类遗传病基因治疗等方面中的应用做一综述。     

新型CRISPR/Cas基因编辑系统的研究与应用进展

CRISPR/Cas(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated endonuclease Cas)基因编辑系统在生物体基因功能研究领域发挥着重要作用。CRISPR/Cas9作为典型的CRISPR/Cas基因编辑系统,自建立以来已在多个物种的基因组编辑中得以应用。近年来,Cpf1(也称为Cas12a)、Cas12b(也称为C2c1)、Cas13a(也称为C2c2)等新型Cas蛋白不断被发现和鉴定,进一步拓展了CRISPR/Cas系统的靶向范围,促进了CRISPR/Cas系统的应用。本文阐述新型CRISPR/Cas基因编辑系统与CRISPR/Cas9系统的区别以及利用新型CRISPR/Cas基因编辑系统进行生物体基因组编辑的研究进展,以期较为详细地了解CRISPR/Cpf1和CRISPR/Cas12b等新型CRISPR/Cas系统的特征、作用机制及应用优势,为更加高效地利用CRISPR/Cas系统对家蚕基因组进行编辑提供借鉴。     

CRISPR/Cas9技术在猪、鸡中的应用研究进展

基因编辑是利用核酸酶在基因组的特定位点产生DNA双链断裂，从而触发细胞自身的DNA损伤修复机制，实现对靶基因序列进行位点特异性修饰。规律成簇间隔短回文重复序列（clustered regularly interspersed short palindromic repeat，CRISPR）及其相关蛋白9（Cas9）系统作为第3代基因编辑技术在农业和基因治疗研究中发挥着重要作用，与传统的锌指核酶和转录激活因子样效应物核酶基因编辑方法相比，它可以靶向基因的任何位点引起DNA双链断裂，实现目标基因的精准敲除或插入外源片段，并能快速、高效地修饰基因组，包括基因敲除、敲入、抑制、激活等，是应用最广泛的基因编辑工具。CRISPR/Cas9技术的出现彻底改变了生命科学、医学和遗传学研究现状。近年来，利用CRISPR/Cas9技术对动物基因组进行修饰，开启了畜禽分子育种的新纪元，不仅极大地推动了现代畜禽养殖技术的发展，而且为人类医学研究做出了特殊贡献，特别是在猪和鸡上。作者以猪和鸡为对象，综述了CRISPR/Cas9技术在异体器官移植供体、人类疾病的生物模型、抗病育种材料、全基因组高通量筛选等方面的研究进展，以及如何利用CRISPR技术快速又简单地生产出基因编辑猪、鸡，为推动CRISPR技术制备其他基因编辑动物提供参考依据。     

DF-1细胞中TLR7编码基因的敲除及其抗FAdV-4感染的天然免疫应答

旨在构建高质量的禽源细胞系，应用CRISPR/Cas9技术实现鸡胚成纤维细胞(DF-1)的Toll样受体7(TLR7)编码基因的敲除，构建稳定的细胞培养禽腺病毒4型(FAdV-4)增殖体系。采用荧光定量PCR的方法对FAdV-4感染DF-1细胞后先天性免疫信号通路中效应分子进行检测，选择转录水平显著上调的基因TLR7作为研究对象；构建sgRNA载体与Cas9表达载体共转染DF-1细胞，经绿色荧光蛋白(GFP)阳性特征分选单克隆，PCR验证及增毒试验筛选后获得TLR7编码序列敲除的DF-1-TLR7-KO#3单克隆细胞系，命名为DF-1-TLR7-KO细胞。对敲除前后DF-1细胞的天然免疫系统对FAdV-4感染的拮抗效应和病毒在不同细胞中增殖效率的差异进行了研究。结果表明：成功构建的TLR7编码序列敲除的DF-1细胞系，与原始细胞相比病毒增殖能力提高。试验对细胞的天然免疫系统与FAdV-4感染的互作机理进行了初步探索，为更好地研究宿主对病毒入侵的应答机制，提高疫苗生产效能提供了研究基础和生物材料储备。     

无PAM限制的CRISPR/Cas9系统构建及效率验证

CRISPR/Cas9系统在进行靶向基因敲除、转录激活以及抑制时,需要通过识别Cas9靶位点上的一个原间隔子相邻基序(PAM)序列进行特异性靶向基因编辑。现阶段,被广泛认可的化脓性链球菌SpCas9仅识别比较短的PAM为NGG(N为任意碱基,G为鸟嘌呤)。本实验在野生型SpCas9、PAM为NG的xCas9和SpCas9-NG的基础上,构建预期PAM为NNG的突变体SpCas9NNG、预期PAM为NNN的突变体xCas9NNN和ngCas9NNN,通过双荧光素酶报告基因检测评价其切割活性。结果显示:本次实验构建的ngCas9NNN突变体对PAM为NNN的靶标DNA具有显著的切割活性,为后续拓宽CRISPR/Cas9系统的靶向范围提供重要参考。     

利用CRISPR/Cas9系统构建绿色荧光转基因斑马鱼

斑马鱼是研究人类疾病的重要动物模型,基因组定点编辑技术在利用斑马鱼研究同源基因功能方面提供了简便高效的途径。利用CRISPR/Cas9系统,在斑马鱼TU品系第5号染色体中选择靶位点,将Cas9 mRNA、靶位点识别的sgRNA和带有同源重组臂、利用短链肌球蛋白(Mylz2)启动子启动的绿色荧光蛋白(eGFP)基因显微注射到斑马鱼受精卵中,获得在该位点定点插入外源基因,并在肌肉中特异表达绿色荧光蛋白的转基因斑马鱼。利用基因组DNA的PCR扩增,结合激发光下斑马鱼胚胎荧光表达情况,在存活的87尾幼鱼中发现其中45尾有荧光表达,同源重组率为51.724%。研究表明,利用CRISPR/Cas9系统成功定点插入外源基因,并获得在肌肉中特异性表达绿色荧光的斑马鱼。     

家禽疱疹病毒CRISPR/Cas9基因编辑最新研究进展

基于CRISPR/Cas9系统的基因编辑是最新一代的基因组编辑技术，在向导RNA （gRNA）的介导下几乎可以靶向编辑任何一种基因，实现基因组的定点突变、敲除或插入。近年来将CRISPR/Cas9基因编辑技术应用于大基因组DNA病毒的研究，尤其是用于疱疹病毒的基因编辑已成为病毒学研究领域的最新国际热点。自2016年首次报道利用CRISPR/Cas9系统改造家禽疱疹病毒如马立克病病毒（MDV）基因组以来，短短5年时间已全面应用于家禽疱疹病毒的蛋白编码基因和非编码RNA基因的编辑、基因缺失疫苗和重组疫苗研发、抗病毒治疗以及抗病育种等领域。本文详细综述了当前CRISPR/Cas9基因编辑技术在家禽疱疹病毒中的应用进展和最新成果，并对其面临的问题和前景进行了展望，以期为后续研究提供重要参考。     

CRISPR/Cas9技术在畜禽育种中的研究进展

利用传统方法在畜禽特定基因座上进行基因组修饰时,只能通过在体细胞中进行同源重组再经细胞核移植实现。传统同源重组方法的困难性和低效性阻碍了基因修饰在畜禽遗传育种中的广泛应用。近年来,位点特异性核酸内切酶的发现为靶向基因修饰提供了一条更直接的途径,主要由于这些酶能直接在DNA序列上进行一步式的基因编辑。成簇规律间隔短回文重复序列/Cas关联蛋白9(clustered regularly interspersed short palindromic repeat/CRISPR associated protein 9,CRISPR/Cas9)是一种RNA导向的DNA内切酶,精准定位于特定的靶位点,高效完成RNA导向的DNA识别及编辑。CRISPR/Cas9技术作为精准而强大的第3代基因组编辑工具,已经成功应用于猪、牛、山羊、绵羊和鸡上,这些CRISPR/Cas9基因编辑畜禽可作为研究人或畜禽生理和病理的生物模型、生产功能性蛋白质的生物反应器或器官移植的供体。特别是在畜禽生产方面,CRISPR/Cas9基因编辑可用于改善生产遗传特性及畜产品质量,提高畜禽对疾病的抵抗力。作者对当前畜禽中特定位点基因组修饰的CRISPR/Cas9技术的原理及基因组编辑在畜禽育种中应用的最新进展进行了综述,以期为推进CRISPR/Cas9技术在畜禽育种中的研究提供参考。     

tRNA-sgRNA/Cas9系统介导多年生黑麦草原生质体的基因编辑

tRNA可以将多个sgRNAs连接起来合并成一个多顺反子基因，再与CRISPR/Cas9表达载体结合形成多顺反子tRNA-sgRNA/Cas9(PTG/Cas9)系统来对多靶点进行基因编辑。该系统已经在水稻中验证其可促进sgRNAs的转录和提高多靶点的编辑效率。因此，为了在多年生黑麦草中实现高效的基因编辑，本研究中，构建了2个带有tRNA的CRISPR中间载体，并提供了一种快速、灵活的PTG/Cas9载体构建方法。为了快速验证PTG/Cas9系统是否可以在多年生黑麦草基因组中发挥功能，用聚乙二醇4000(PEG 4000)介导PTG/Cas9质粒转化多年生黑麦草原生质体，后提取原生质体DNA扩增目的序列检测是否有目标基因被编辑的细胞。试验结果显示，PTG/Cas9系统可用于多年生黑麦草基因编辑，且基因编辑效率约为6.7%。试验结果为多年生黑麦草遗传研究和育种提供了重要的基础。     

CRISPR/Cas9系统及其在家蚕基因组编辑中的应用

CRISPR/Cas9系统源于细菌获得性免疫系统,是一项可对多个物种的基因组进行高效率编辑的技术,已被广泛用于RNA靶向的基因组定向编辑。本文简要介绍了CRISPR/Cas9系统的基本作用原理和技术改进的进展,重点介绍了CRISPR/Cas9系统在家蚕功能基因研究和定向遗传改造研究中的应用及成果,并展望了该项技术在家蚕基因组编辑中应用的前景和主要的发展方向。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术原理及其在牧草中的应用

CRISPR/Cas9系统是一种新型RNA靶向的基因编辑系统。在近几年的研究中, CRISPR/Cas9基因编辑技术的发展十分迅猛, 因其具有经济、高效、简便的特点而广泛应用于育种、医疗、工业等领域。介绍了2种新型基因编辑技术, 阐述了CRISPR/Cas9的结构、功能以及CRISPR/Cas9基因编辑技术原理, 综述了该技术在牧草中的应用研究进展, 以期为利用CRISPR/Cas9系统研究牧草基因功能及改良牧草性状提供思路。     

CRISPR/Cas技术可有效介导家鸡基因敲除

本研究旨在家鸡上建立一种高效、稳定的基因组定点编辑技术体系,实现目的基因定点敲除,为后续家鸡基因编辑提供操作依据。基于NCBI数据库提供的CDS序列克隆C2EIP(chr2,Expression In PGC)基因全长,并根据基因序列中APM的位置设计特异性gRNA1、gRNA2和gRNA3,并构建cas9/gRNA载体;将设计好的cas9/gRNA转染状态良好的DF-1,利用Luciferase SSA重组检测法、T7E1酶切法以及TA克隆测序法检测gRNA在DF-1细胞中基因的敲除效率。Luciferase SSA重组检测结果表明,只有cas9/gRNA3载体具有基因敲除活性,荧光活性比对照组高两倍,T7E1酶切结果显示cas9/gRNA3基因的敲除活性为27%,TA克隆测序结果表明,30个测序菌液中有8个菌液出现不同数目的碱基缺失或增加,初步估计基因敲除效率为26%。通过本研究在家鸡中初步建立了cas9介导的基因敲除技术,该技术能够稳定的在鸡的细胞DF-1上介导基因敲除。