利用CRISPR/Cas9技术对鸡AMHR2基因进行精确编辑

为了在鸡基因组上对AMHR2基因进行精确编辑,该研究利用crispr.mit.edu:807网站设计并通过PCR退火拟合获得成对的AMHR2基因靶位点,将靶位点分别整合进pX330-U6-Chimeric_dBsa I-CBh-hSpCas9载体骨架,构建靶向AMHR2基因的成对CRISPR/Cas9敲除载体。将包含成对靶位点的DNA序列整合进pB-CMV-DsRed-CAG-Chimeric.200 bp repeat.Puro-T2A-GFP载体骨架,构建与敲除载体对应的双荧光报告载体。载体测序鉴定正确后分别共转染HEK293T细胞与鸡DF-1细胞,通过细胞荧光粗略判断CRISPR/Cas9系统是否工作。随后,利用Puromycin对基因编辑阳性的DF-1细胞进行药物筛选富集,提取细胞基因组进行TA克隆,进一步检测CRISPR/Cas9系统的工作效率。结果表明靶向鸡AMHR2基因的CRISPR/Cas9敲除系统构建成功,且成对靶位点敲除系统的工作效率高于单一靶位点敲除系统,CRISPR/Cas9敲除系统在DF-1细胞基因组上对AMHR2基因的敲除效率约为60.0%,并在鸡DF-1细胞基因组上实现了AMHR2基因的精确编辑。     

CRISPR/Cas9介导CPED1基因敲除载体活性的验证

试验旨在利用CRISPR/Cas9技术分别在鸡成纤维细胞DF-1和鸡胚胎干细胞(Em-bryomic stem cell,ESCs)上介导CPED1基因敲除,以期为后续研究CPED1基因功能提供技术依据。克隆CPED1基因全长;构建cas9/g RNA载体并转染DF-1和ESCs,经流式分选阳性细胞,采用T7E1酶切法选择活性最佳的敲除载体并分析其敲除效率;同时,对DF-1中的脱靶效率进行检测。结果成功克隆鸡CPED1基因,并构建3个cas9/g RNA载体;T7E1酶切结果表明cas9/g RNA1载体在DF-1阳性细胞中的敲除活性(37%)最佳,该载体也可定点敲除ESCs中的CPED1基因,敲除活性为25%,且在DF-1细胞中未发生脱靶。表明CRISPR/Cas9可有效介导鸡CPED1基因在DF-1和ESCs上敲除。     

利用RGR核酶结构拓展家蚕CRISPR基因组编辑系统的应用研究

针对目前家蚕基因组编辑平台在基因组特定位点的靶点选择、多靶点同时编辑等方面的技术瓶颈,利用家蚕卵巢培养细胞系(Bm N)验证含有双核酶结构的RGR(Ribozyme-gRNA-Ribozyme)在CRISPR/Cas9基因组编辑系统中的应用效果,用以拓展现有CRISPR/Cas9系统的靶点范围。研究结果显示,采用Cas9系统和Cpf1系统,RGR结构在Bm N细胞中具有良好的定点编辑效果,可成功实现对内源、外源靶基因序列的剪切,且对内外源基因具有高效编辑作用,表明RGR结构可应用于家蚕CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1基因组编辑系统。利用RGR结构的自剪切功能不仅可以拓展家蚕基因组靶基因的范围,还为进一步实现多靶点编辑打下了基础。     

CRISPR/Cas9系统在寄生虫基因组编辑中的应用研究进展

基因编辑是一种依赖于核酸内切酶对目标基因进行定向改造的现代生物学技术,可实现特定片段的加入、删除,以及特定碱基的插入、缺失、替换等。CRISPR/Cas9系统(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/associated nuclease 9)是在细菌和古细菌中发现的一种用来抵御外源质粒和噬菌体入侵的获得性免疫系统,经改造后已成为一种新型的基因组编辑工具,因其具有操作简单、成本低、切割效率高等优点被广泛应用于多种动物、植物及微生物等的基因组编辑。应用CRISPR/Cas9系统在进行基因编辑的基础上可分析和验证基因功能、研究遗传育种及筛选药物靶点和疫苗分子等,以达到减弱病原微生物致病性、增强动植物抗病性、治疗遗传性疾病、病毒性感染及肿瘤等目的。寄生虫因其生活史复杂,与细菌和病毒相比基因组较大、结构较复杂,缺乏有效的研究工具等原因,使得相关研究进展缓慢,而CRISPR/Cas9基因编辑技术的出现为基因功能研究提供了新的技术手段。笔者对CRISPR/Cas9系统的发现及其在寄生虫基因组编辑中的应用研究进展进行综述,并对该系统的应用现状和发展进行总结和展望。     

CRISPR/Cas9技术在畜禽育种中的研究进展

利用传统方法在畜禽特定基因座上进行基因组修饰时,只能通过在体细胞中进行同源重组再经细胞核移植实现。传统同源重组方法的困难性和低效性阻碍了基因修饰在畜禽遗传育种中的广泛应用。近年来,位点特异性核酸内切酶的发现为靶向基因修饰提供了一条更直接的途径,主要由于这些酶能直接在DNA序列上进行一步式的基因编辑。成簇规律间隔短回文重复序列/Cas关联蛋白9(clustered regularly interspersed short palindromic repeat/CRISPR associated protein 9,CRISPR/Cas9)是一种RNA导向的DNA内切酶,精准定位于特定的靶位点,高效完成RNA导向的DNA识别及编辑。CRISPR/Cas9技术作为精准而强大的第3代基因组编辑工具,已经成功应用于猪、牛、山羊、绵羊和鸡上,这些CRISPR/Cas9基因编辑畜禽可作为研究人或畜禽生理和病理的生物模型、生产功能性蛋白质的生物反应器或器官移植的供体。特别是在畜禽生产方面,CRISPR/Cas9基因编辑可用于改善生产遗传特性及畜产品质量,提高畜禽对疾病的抵抗力。作者对当前畜禽中特定位点基因组修饰的CRISPR/Cas9技术的原理及基因组编辑在畜禽育种中应用的最新进展进行了综述,以期为推进CRISPR/Cas9技术在畜禽育种中的研究提供参考。     

鸡Apob基因组织表达与CRISPR/Cas9敲除系统的构建

旨在探究Apob基因在鸡肝脂质代谢过程中的功能。本研究对鸡Apob蛋白进行理化性质分析；利用RT-qPCR检测Apob基因在4周龄黄羽肉鸡组织中的表达情况，每组设置3个重复，进行3次平行试验。根据鸡Apob蛋白关键结构域，在Apob基因外显子设计3对sgRNA，构建Cas/gRNA载体；将重组质粒转染DF-1细胞后，利用T7核酸内切酶I （T7 endonuclease I，T7EI）酶切法和TA克隆测序法筛选敲除活性位点并计算敲除效率。利用RT-qPCR检测基因敲除后亚克隆细胞中Apob基因mRNA表达情况。结果表明，鸡Apob的相对分子质量为523.356 ku，平均亲水性为-0.300，为稳定的蛋白质，并且该基因主要在鸡的肝、肾和小肠组织表达。敲除载体转染至DF-1细胞后，T7EI酶切发现，Cas/gRNA6、Cas/gRNA7和Cas/gRNA8三个位点均可发挥敲除活性，TA克隆测序结果表明，三者的敲除效率分别为33.3%、65%和80%。同时，RT-qPCR结果显示，转染Cas9/gRNA7、Cas9/gRNA6、Cas9/gRNA8的细胞中Apob基因mRNA表达水平约分别下调99.96%（P<0.01）、85%（P<0.01）、47%（P<0.05）。综上所述，本研究揭示了鸡Apob基因在组织中的表达特点和蛋白的理化性质；成功构建了鸡Apob基因CRISPR/Cas9敲除载体，并筛选出最佳敲除位点，获得了Apob基因敲除的亚克隆细胞，为进一步探索Apob基因在鸡肝中的功能奠定了基础。     

tRNA-sgRNA/Cas9系统介导多年生黑麦草原生质体的基因编辑

tRNA可以将多个sgRNAs连接起来合并成一个多顺反子基因，再与CRISPR/Cas9表达载体结合形成多顺反子tRNA-sgRNA/Cas9(PTG/Cas9)系统来对多靶点进行基因编辑。该系统已经在水稻中验证其可促进sgRNAs的转录和提高多靶点的编辑效率。因此，为了在多年生黑麦草中实现高效的基因编辑，本研究中，构建了2个带有tRNA的CRISPR中间载体，并提供了一种快速、灵活的PTG/Cas9载体构建方法。为了快速验证PTG/Cas9系统是否可以在多年生黑麦草基因组中发挥功能，用聚乙二醇4000(PEG 4000)介导PTG/Cas9质粒转化多年生黑麦草原生质体，后提取原生质体DNA扩增目的序列检测是否有目标基因被编辑的细胞。试验结果显示，PTG/Cas9系统可用于多年生黑麦草基因编辑，且基因编辑效率约为6.7%。试验结果为多年生黑麦草遗传研究和育种提供了重要的基础。     

新型CRISPR/Cas基因编辑系统的研究与应用进展

CRISPR/Cas(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated endonuclease Cas)基因编辑系统在生物体基因功能研究领域发挥着重要作用。CRISPR/Cas9作为典型的CRISPR/Cas基因编辑系统,自建立以来已在多个物种的基因组编辑中得以应用。近年来,Cpf1(也称为Cas12a)、Cas12b(也称为C2c1)、Cas13a(也称为C2c2)等新型Cas蛋白不断被发现和鉴定,进一步拓展了CRISPR/Cas系统的靶向范围,促进了CRISPR/Cas系统的应用。本文阐述新型CRISPR/Cas基因编辑系统与CRISPR/Cas9系统的区别以及利用新型CRISPR/Cas基因编辑系统进行生物体基因组编辑的研究进展,以期较为详细地了解CRISPR/Cpf1和CRISPR/Cas12b等新型CRISPR/Cas系统的特征、作用机制及应用优势,为更加高效地利用CRISPR/Cas系统对家蚕基因组进行编辑提供借鉴。     

CRISPR/Cas9基因组编辑技术及其影响因素

CRISPR/Cas9技术可对基因组进行定点修饰,近几年已被广泛用于细胞和生物体中,是目前最新、最高效的基因组编辑技术。本文主要介绍了CRISPR/Cas9基因组编辑技术的原理、在动物基因组修饰中的应用以及该技术可能存在的问题,比如sg RNA的设计、ss ODNs模板的设计以及降低脱靶效应的研究,从而为提高CRISPR/Cas9基因组编辑效率奠定基础。     

科技

正农科院生物所成功应用CRISPR基因组编辑技术近日,中国农业科学院生物技术研究所在豆科模式牧草蒺藜苜蓿CRISPR/Cas9基因组编辑研究方面取得新进展。CRISPR/Cas9是新近发展的基因组编辑技术,通过导向RNA(g RNA)将Cas9核酸酶引导到基因组的特定     

CRISPR/Cas9技术在猪、鸡中的应用研究进展

基因编辑是利用核酸酶在基因组的特定位点产生DNA双链断裂，从而触发细胞自身的DNA损伤修复机制，实现对靶基因序列进行位点特异性修饰。规律成簇间隔短回文重复序列（clustered regularly interspersed short palindromic repeat，CRISPR）及其相关蛋白9（Cas9）系统作为第3代基因编辑技术在农业和基因治疗研究中发挥着重要作用，与传统的锌指核酶和转录激活因子样效应物核酶基因编辑方法相比，它可以靶向基因的任何位点引起DNA双链断裂，实现目标基因的精准敲除或插入外源片段，并能快速、高效地修饰基因组，包括基因敲除、敲入、抑制、激活等，是应用最广泛的基因编辑工具。CRISPR/Cas9技术的出现彻底改变了生命科学、医学和遗传学研究现状。近年来，利用CRISPR/Cas9技术对动物基因组进行修饰，开启了畜禽分子育种的新纪元，不仅极大地推动了现代畜禽养殖技术的发展，而且为人类医学研究做出了特殊贡献，特别是在猪和鸡上。作者以猪和鸡为对象，综述了CRISPR/Cas9技术在异体器官移植供体、人类疾病的生物模型、抗病育种材料、全基因组高通量筛选等方面的研究进展，以及如何利用CRISPR技术快速又简单地生产出基因编辑猪、鸡，为推动CRISPR技术制备其他基因编辑动物提供参考依据。     

DF-1细胞中TLR7编码基因的敲除及其抗FAdV-4感染的天然免疫应答

旨在构建高质量的禽源细胞系，应用CRISPR/Cas9技术实现鸡胚成纤维细胞(DF-1)的Toll样受体7(TLR7)编码基因的敲除，构建稳定的细胞培养禽腺病毒4型(FAdV-4)增殖体系。采用荧光定量PCR的方法对FAdV-4感染DF-1细胞后先天性免疫信号通路中效应分子进行检测，选择转录水平显著上调的基因TLR7作为研究对象；构建sgRNA载体与Cas9表达载体共转染DF-1细胞，经绿色荧光蛋白(GFP)阳性特征分选单克隆，PCR验证及增毒试验筛选后获得TLR7编码序列敲除的DF-1-TLR7-KO#3单克隆细胞系，命名为DF-1-TLR7-KO细胞。对敲除前后DF-1细胞的天然免疫系统对FAdV-4感染的拮抗效应和病毒在不同细胞中增殖效率的差异进行了研究。结果表明：成功构建的TLR7编码序列敲除的DF-1细胞系，与原始细胞相比病毒增殖能力提高。试验对细胞的天然免疫系统与FAdV-4感染的互作机理进行了初步探索，为更好地研究宿主对病毒入侵的应答机制，提高疫苗生产效能提供了研究基础和生物材料储备。     

靶向敲除猪ApoE基因的CRISPR/Cas9系统构建及基因组检测

通过敲除猪的ApoE基因,为后期构建ApoE缺陷型动物模型奠定基础。利用CRISPR/Cas9系统和实验室前期构建的报告载体,分别构建了靶向猪ApoE基因的两个CRISPR/Cas9表达载体和相应的报告载体。通过CRISPR/Cas9表达载体和RG(Red-GFP)报告载体转染HEK 293T细胞荧光观察结果显示,构建的CRISPR/Cas9表达载体均有较高的活性,进一步在流式细胞仪上检测其活性分别为6.50%和6.83%。将CRISPR/Cas9表达载体和RPG(Red-PuroR-GFP)报告载体转染PK15细胞系,经过嘌呤霉素药物筛选后,对富集到的细胞进行基因组检测。结果显示本系统能够对猪PK15细胞中的ApoE基因进行有效的敲除,其敲除效率分别为40%、53.3%。试验结果可为ApoE敲除猪动物模型的构建提供理论依据。     

CRISPR/Cas9介导的绵羊胎儿成纤维细胞肌肉生长抑制素基因敲除研究

肌肉生长抑制素(myostatin,MSTN)基因突变可引起动物出现"双肌"性状,提高产肉性能。利用CRISPR/Cas9技术制备MSTN基因敲除的绵羊胎儿成纤维细胞,为制备MSTN基因敲除羊提供材料。设计构建4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,脂质体转染细胞后,通过SURVEYOR分析和测序等方法对敲除效率进行检测,采用极限稀释法挑选稳定敲除的细胞系。试验成功构建了4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,细胞转染后,测序结果显示pX330-target 1和pX330-target 4载体作用的靶位点处出现突变,SURVEYOR分析检测其在靶位点产生切割的效率分别为24.20%和10.18%。通过极限稀释法,获得12个MSTN基因突变的细胞克隆,其中1个为纯合突变。序列比对发现靶位点处有小片段碱基插入或缺失突变,部分会出现移码突变。成功利用CRISPR/Cas9系统实现了绵羊MSTN基因敲除,证明该系统可有效应用于绵羊基因编辑,产生的突变细胞系为制备MSTN基因敲除羊提供了材料。     

CRISPR/Cas9技术研究进展

CRISPR/Cas9是近几年发展起来的基因组编辑技术,它为基因组工程领域带来了新的革命。Cas9可以在20nt左右的向导RNA介导下切割特定的基因组位点,而且几乎可以在任何物种的任何位置发挥作用。而且Cas9只要稍加改造,就可以应用于基因表达调控、表观基因组修饰及活体成像领域:本文综述了CRISPR/Cas9系统的发展历程、作用机理及其所面临的挑战,重点论述了在医学、生物技术及畜牧领域的应用现状及前景。     

CRISPR/Cas9体外酶切检测猪生长抑素基因定点修饰靶点活性的研究

本试验旨在通过CRISPR/Cas9体外酶切法检测猪生长抑素(SST)基因定点修饰靶点的活性。试验设计5个长20 bp的单链导向RNA(sgRNA),即SST-sgRNA-g1、SST-sgRNA-g2、SST-sgRNA-g3、SST-sgRNA-g4和SST-sgRNA-g5。化学合成sgRNA寡核苷酸序列,将寡核苷酸序列连接到可同时表达Cas9和sgRNA的质粒中,挑选正确克隆的质粒作为模板进行体外转录形成SST-sgRNA。利用CRISPR/Cas9体外酶切含靶点的DNA片段,根据酶切条带的灰度换算成sgRNA活性。结果显示目的sgRNA寡核苷酸双链成功插入到质粒中且序列正确,以质粒为模板体外转录SST-sgRNA成功。靶位点经Cas9蛋白酶切后与标准sgRNA1和sgRNA2酶切活性作比较,确定靶点SST-sgRNA-g1、SST-sgRNA-g4和SST-sgRNA-g5活性较高,可为在细胞水平、胚胎水平做基因定点修饰提供依据。     

运用CRISPR/Cas9系统编辑细菌基因的研究进展

CRISPR(clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas9(CRISPR-associated proteins 9)系统来源于细菌的适应性免疫防御系统,能通过RNA指导的Cas9核酸酶特异性剪切靶标基因。相比于细菌同源重组编辑系统,CRISPR/Cas9系统在细菌的基因编辑中已展现出独特的优势:操作简便、较高的编辑效率、特异性、可以同时编辑多个靶基因或删除基因簇片段且不对基因组产生任何"伤疤"。虽然这种操作系统还没有达到在真核生物中的成熟应用程度,但目前CRISPR/Cas9系统在编辑细菌基因上已取得了一些重要进展,现将对这些进展进行总结与分析。