转基因动物中慢病毒载体包装的优化

慢病毒载体作为基因治疗载体发展起来,现已用于转基因动物制备.本实验用磷酸钙沉淀法将转移质粒(pCCL-hCMV-eGFP)、包装质粒(pCMVΔR8.9)、包膜蛋白质粒(pMDG(VSV-G))三质粒共转染来源于人胚肾细胞系的包装细胞-293T,转染48 h后收集病毒上清,采用6孔板培养感染细胞,荧光显微镜计数EGFP阳性细胞法测定病毒滴度.载体滴度达2×107 TU/ml左右.     

靶向敲除猪ApoE基因的CRISPR/Cas9系统构建及基因组检测

通过敲除猪的ApoE基因,为后期构建ApoE缺陷型动物模型奠定基础。利用CRISPR/Cas9系统和实验室前期构建的报告载体,分别构建了靶向猪ApoE基因的两个CRISPR/Cas9表达载体和相应的报告载体。通过CRISPR/Cas9表达载体和RG(Red-GFP)报告载体转染HEK 293T细胞荧光观察结果显示,构建的CRISPR/Cas9表达载体均有较高的活性,进一步在流式细胞仪上检测其活性分别为6.50%和6.83%。将CRISPR/Cas9表达载体和RPG(Red-PuroR-GFP)报告载体转染PK15细胞系,经过嘌呤霉素药物筛选后,对富集到的细胞进行基因组检测。结果显示本系统能够对猪PK15细胞中的ApoE基因进行有效的敲除,其敲除效率分别为40%、53.3%。试验结果可为ApoE敲除猪动物模型的构建提供理论依据。     

利用CRISPR/Cas9技术对鸡AMHR2基因进行精确编辑

为了在鸡基因组上对AMHR2基因进行精确编辑,该研究利用crispr.mit.edu:807网站设计并通过PCR退火拟合获得成对的AMHR2基因靶位点,将靶位点分别整合进pX330-U6-Chimeric_dBsa I-CBh-hSpCas9载体骨架,构建靶向AMHR2基因的成对CRISPR/Cas9敲除载体。将包含成对靶位点的DNA序列整合进pB-CMV-DsRed-CAG-Chimeric.200 bp repeat.Puro-T2A-GFP载体骨架,构建与敲除载体对应的双荧光报告载体。载体测序鉴定正确后分别共转染HEK293T细胞与鸡DF-1细胞,通过细胞荧光粗略判断CRISPR/Cas9系统是否工作。随后,利用Puromycin对基因编辑阳性的DF-1细胞进行药物筛选富集,提取细胞基因组进行TA克隆,进一步检测CRISPR/Cas9系统的工作效率。结果表明靶向鸡AMHR2基因的CRISPR/Cas9敲除系统构建成功,且成对靶位点敲除系统的工作效率高于单一靶位点敲除系统,CRISPR/Cas9敲除系统在DF-1细胞基因组上对AMHR2基因的敲除效率约为60.0%,并在鸡DF-1细胞基因组上实现了AMHR2基因的精确编辑。     

表达高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒GP5蛋白的伪狂犬病病毒拯救与纯化

为研制预防高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒(HP-PRRSV)感染的重组伪狂犬病病毒(PRV)活载体疫苗候选毒株，本研究依据HP-PRRSV HuN4毒株GP5基因序列设计并合成1对特异引物，BamHⅠ引入到引物的5′端，从HP-PRRSV毒株的RNA中，用RT-PCR扩增HP-PRRSV GP5基因。将BamHⅠ酶切的PCR产物与同样酶切并去磷酸化的PRV转移载体pG相连接，构建重组质粒pG-GP5/HP-EGFP。采用脂质体转染法将pG-GP5/HP-EGFP质粒转染已接种PRV三基因缺失毒株rPRV-gE^-/gI^-/TK^-的ST细胞中，经病毒空斑纯化，获得携有HP-PRRSV GP5基因和增强型绿色荧光蛋白(EGFP)标记基因的重组伪狂犬病病毒rPRV-GP5/HP-EGFP。将重组病毒rPRV-GP5/HP-EGFP接种CRISPR/Cas9 EGFP敲除质粒转染过的ST细胞，经4轮病毒空斑纯化，最终获得无绿色荧光蛋白的重组病毒rPRV-GP5/HP。经PCR鉴定及测序，证实获得的rPRV-GP5/HP在EGFP基...     

CRISPR/Cas13d介导猪胎儿成纤维细胞SUV39H1/SUV39H2基因敲降

研究旨在利用CRISPR/Cas13d系统对猪胎儿成纤维细胞（PEF）中的胚胎发育相关基因SUV39H1/SUV39H2进行RNA水平的敲降，从而在猪上建立CRISPR/Cas13d介导的基因敲降系统。根据SUV39H1、SUV39H2基因的编码序列各设计3个靶向编码链的sgRNAs，并以单链寡核苷酸的形式合成，退火后与BspQⅠ线性化的sgRNA表达载体进行连接，构建SUV39H1-sgRNA和SUV39H2-sgRNA表达载体，用Sanger软件进行测序；将Cas13d表达载体和靶向SUV39H1/SUV39H2基因的sgRNA载体按照1∶1、1∶2、1∶4、2∶1和4∶1比例转染猪胎儿成纤维细胞，48 h后收集细胞，用流式细胞术分选检测细胞转染效率，用半定量PCR和实时荧光定量PCR检测敲降效率；用半定量PCR和免疫荧光检测敲降SUV39H1/SUV39H2基因后，靶基因转录水平及组蛋白H3K9me3水平的变化。测序结果表明，针对2个基因设计的各3条sgRNAs均成功连入载体中；流式细胞术分选结果显示，转染效率约70%；半定量PCR结果表明，与对照组相比，3个sgRNAs均极显著降低了SUV39H1和SUV39H2基因的表达（P<0.01），其中SUV39H1-sgRNA-2和SUV39H2-sgRNA-1均可使SUV39H1和SUV39H2的表达降低50%；Cas13d∶sgRNA为1∶1、1∶2和1∶4组细胞的存活率高于2∶1和4∶1组；实时荧光定量PCR结果表明，Cas13d∶sgRNA为1∶2、1∶4、2∶1和4∶1组敲降效率均显著高于1∶1组（P<0.05），且Cas13d∶sgRNA为1∶2组敲降效率最高（70%）。半定量PCR结果显示，转染SUV39H1-sgRNA-2和SUV39H2-sgRNA-1极显著降低SUV39H1和SUV39H2的表达，表达量为对照组的25%~30%（P<0.01）。免疫荧光检测结果表明，敲降SUV39H1和SUV39H2基因后，组蛋白H3K9me3水平显著降低（P<0.05）。因此，本研究利用CRISPR/Cas13d系统在猪胎儿成纤维细胞中成功敲降SUV39H1和SUV39H2，并下调其催化的H3K9me3水平。     

CRISPR/Cas9 knock-in介导的输卵管特异性表达转基因鸡研究进展

利用动物生物反应器生产重组蛋白是一种具有应用前景的生物技术。鸡输卵管生物反应器是理想的动物生物反应器之一,其优点在于表达的外源蛋白能够分泌到蛋清中,可避免蛋白提取过程中对鸡本身造成伤害,同时蛋清成分简单,便于后期的纯化。目前利用慢病毒结合原始生殖细胞(PGCs)制备转基因鸡被认为是最可行的方法,但因外源基因随机整合且生殖系传递效率较低,使转基因鸡研究受到技术上的限制。而2013年问世的CRISPR/Cas9基因敲入(CRISPR/Cas9 knock-in)技术能够使外源基因精准定向插入基因组特异性位点,这对生产输卵管特异性转基因鸡具有重大意义。文章综述了鸡输卵管反应器的研究进展、CRISPR/Cas9 knock-in技术在输卵管特异性表达转基因鸡研究和鸡育种领域的应用现状,并指出了目前存在的问题和相应的解决办法。     

利用CRISPR/Cas9系统构建绿色荧光转基因斑马鱼

斑马鱼是研究人类疾病的重要动物模型,基因组定点编辑技术在利用斑马鱼研究同源基因功能方面提供了简便高效的途径。利用CRISPR/Cas9系统,在斑马鱼TU品系第5号染色体中选择靶位点,将Cas9 mRNA、靶位点识别的sgRNA和带有同源重组臂、利用短链肌球蛋白(Mylz2)启动子启动的绿色荧光蛋白(eGFP)基因显微注射到斑马鱼受精卵中,获得在该位点定点插入外源基因,并在肌肉中特异表达绿色荧光蛋白的转基因斑马鱼。利用基因组DNA的PCR扩增,结合激发光下斑马鱼胚胎荧光表达情况,在存活的87尾幼鱼中发现其中45尾有荧光表达,同源重组率为51.724%。研究表明,利用CRISPR/Cas9系统成功定点插入外源基因,并获得在肌肉中特异性表达绿色荧光的斑马鱼。     

靶向新城疫病毒NP基因的shRNA重组腺病毒表达载体的构建及鉴定

为验证腺病毒载体在鸡胚成纤维细胞(CEF)及鸡胚中递送小干扰RNA的可行性,本实验利用共转染技术将表达针对新城疫病毒(NDV)NP基因shRNA的重组质粒同源重组到pGSadeno腺病毒载体系统,用重组腺病毒感染CEF和鸡胚,通过红荧光报告基因的表达情况和荧光定量PCR检测NP基因mRNA的表达对其进行鉴定,并通过细胞形态观察、血凝价的测定评价其在CEF和鸡胚上对NDV增殖的影响。实验结果显示重组腺病毒能够感染CEF,感染CEF后6h、9h、12h与对照组比较NP基因mRNA的表达量分别降低了3.2倍,25.6倍,2.57倍,并能够推迟NDV致细胞病变效应,抑制NDV在鸡胚上的增殖,延缓鸡胚的死亡。本实验构建的重组腺病毒能够在CEF和鸡胚上递送特异的shRNA,为在CEF中的RNA干涉研究开辟了新的递送途径。     

腺病毒载体转染水貂耳缘成纤维细胞的研究

试验旨在探究利用携带标记基因增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein,EGFP)的腺病毒载体转染入水貂耳缘成纤维细胞的可行性及感染效率。首先利用组织贴壁法分离培养水貂原代耳缘成纤维细胞并进行传代,然后包装病毒Ad-EGFP并使用TCID_(50)法进行滴度检测,设置两组不同浓度梯度的病毒液感染水貂耳缘成纤维细胞,感染复数(MOI)值分别为0/100/300/500/700/900和0/10/30/50/70/90,通过在显微镜下观察阳性细胞占总细胞数的比值估计转染效率(%)。结果表明,组织贴壁法培养水貂耳皮肤组织11 d可长满原代细胞,传代细胞在3～4 d融合度可达80%左右,包装Ad-EGFP病毒滴度为1.99×10~(11) PFU/mL,用其感染水貂成纤维细胞最佳MOI值为30,瞬时转染效率可达90%以上。综上,利用腺病毒载体转染水貂成纤维细胞具有可行性,是一种高效的转染方式,为后续水貂基因组编辑前期验证试验奠定基础。     

腺病毒载体转染水貂耳缘成纤维细胞的研究

试验旨在探究利用携带标记基因增强型绿色荧光蛋白（enhanced green fluorescent protein,EGFP）的腺病毒载体转染入水貂耳缘成纤维细胞的可行性及感染效率。首先利用组织贴壁法分离培养水貂原代耳缘成纤维细胞并进行传代,然后包装病毒Ad-EGFP并使用TCID₅₀法进行滴度检测,设置两组不同浓度梯度的病毒液感染水貂耳缘成纤维细胞,感染复数（MOI）值分别为0/100/300/500/700/900和0/10/30/50/70/90,通过在显微镜下观察阳性细胞占总细胞数的比值估计转染效率（%）。结果表明,组织贴壁法培养水貂耳皮肤组织11 d可长满原代细胞,传代细胞在3~4 d融合度可达80%左右,包装Ad-EGFP病毒滴度为1.99×10¹¹ PFU/mL,用其感染水貂成纤维细胞最佳MOI值为30,瞬时转染效率可达90%以上。综上,利用腺病毒载体转染水貂成纤维细胞具有可行性,是一种高效的转染方式,为后续水貂基因组编辑前期验证试验奠定基础。     

反转录病毒载体RCASBP介导的EGFP基因在DF-1细胞中的表达

为建立反转录病毒载体RCASBP介导的增强型绿色荧光蛋白(EGFP)基因在DF-1细胞中的表达体系,本研究将PCR获得的EGFP基因插入反转录病毒载体RCASBP,构建重组反转录病毒载体RCASBP-EGFP,之后将重组载体转染DF-1细胞;用基于禽白血病病毒(ALV) p27抗原的ELISA检测盲传至第4代的细胞上清,ELISA阳性结果说明重组病毒拯救成功;荧光显微镜观察发现80%以上DF-1细胞都有明显的绿色荧光信号,证明DF-1细胞表达绿色荧光蛋白;对DF-1细胞基因组进行特异性PCR检测,扩增出特异性条带说明重组反转录病毒载体RCASBP-EGFP携带的EGFP基因整合到DF-1细胞的基因组中。本研究建立的RCASBP介导反转录病毒表达体系为研究ALV基因的结构和功能奠定了基础。     

Expression of Enhanced Green Fluorescent Protein (EGFP) Gene Carried by a Lentiviral Vector RCASBP in DF-1 Cell

To construct a lentiviral vector RCASBP carrying the enhanced green fluorescent protein (EGFP) gene which could be expressed stably in DF-1 cell,EGFP gene was amplified by PCR and then inserted into the lentiviral vector RCASBP after digested with the restriction endonuclease ClaⅠto construct recombinant lentiviral vector RCASBP-EGFP.The recombinant vector was transfected into DF-1 cells by Lipofectamine^TM 2000.Avian leukosis virus (ALV) p27 antigen ELISA test was performed after four passages of the transfected cells and the positive results of ELISA suggested the success rescue of the virus.The expression of EGFP was observed in more than 80 percentages of DF-1 cells under fluorescence microscope.The proviral genome PCR showed EGFP gene carried by the recombinant lentiviral vector RCASBP-EGFP had been integrated into the genome of DF-1 cells.The RCASBP lentiviral-mediated expression system provided a basis for study of the structure and function of ALV genes.     

鸡Apob基因组织表达与CRISPR/Cas9敲除系统的构建

旨在探究Apob基因在鸡肝脂质代谢过程中的功能。本研究对鸡Apob蛋白进行理化性质分析；利用RT-qPCR检测Apob基因在4周龄黄羽肉鸡组织中的表达情况，每组设置3个重复，进行3次平行试验。根据鸡Apob蛋白关键结构域，在Apob基因外显子设计3对sgRNA，构建Cas/gRNA载体；将重组质粒转染DF-1细胞后，利用T7核酸内切酶I （T7 endonuclease I，T7EI）酶切法和TA克隆测序法筛选敲除活性位点并计算敲除效率。利用RT-qPCR检测基因敲除后亚克隆细胞中Apob基因mRNA表达情况。结果表明，鸡Apob的相对分子质量为523.356 ku，平均亲水性为-0.300，为稳定的蛋白质，并且该基因主要在鸡的肝、肾和小肠组织表达。敲除载体转染至DF-1细胞后，T7EI酶切发现，Cas/gRNA6、Cas/gRNA7和Cas/gRNA8三个位点均可发挥敲除活性，TA克隆测序结果表明，三者的敲除效率分别为33.3%、65%和80%。同时，RT-qPCR结果显示，转染Cas9/gRNA7、Cas9/gRNA6、Cas9/gRNA8的细胞中Apob基因mRNA表达水平约分别下调99.96%（P<0.01）、85%（P<0.01）、47%（P<0.05）。综上所述，本研究揭示了鸡Apob基因在组织中的表达特点和蛋白的理化性质；成功构建了鸡Apob基因CRISPR/Cas9敲除载体，并筛选出最佳敲除位点，获得了Apob基因敲除的亚克隆细胞，为进一步探索Apob基因在鸡肝中的功能奠定了基础。     

Fluorescence expression by bovine embryos after pronuclear microinjection with the EGFP gene.

Fluorescence expression by bovine embryos was examined after pronuclear microinjection with an enhanced green fluorescent protein (EGFP) cDNA under control of the chicken beta-actin promoter and cytomegalovirus enhancer, as a first step in evaluating the applicability of EGFP for non-invasive selection of transgenic bovine embryos. After injection, developmental competence of the embryos was reduced, and light was emitted in 11.9% of them (37/310) under a fluorescence microscope. Although 2.9% of the injected embryos developed to the fluorescent blastocysts (9/310), a majority of the fluorescent embryos showed mosaic expression including the negative blastomeres (26/37, 70.3%). These results suggest the feasibility of EGFP for in vitro selection of transgenic bovine embryos by fluorescence microscopy. However, the impaired development and high frequency of mosaicism were observed in these injected embryos.     

禽白血病病毒衣壳蛋白p15基因慢病毒表达载体的构建及其在鸡肝癌细胞系中的表达

构建禽白血病病毒(ALV)衣壳蛋白p15基因慢病毒表达载体,并检测其在鸡肝癌细胞系(LMH)中的表达情况,以探讨p15基因对病毒复制、免疫信号通路的影响。以真核表达质粒pCAGGS-p15为模板扩增p15全长基因,经双酶切后克隆到慢病毒载体plvx-IRES-ZsGreen1上,构建成plvx-p15-Flag慢病毒表达质粒,将该质粒与辅助质粒共转染293T细胞产生慢病毒,将细胞上清中的病毒感染LMH细胞,检测p15蛋白表达情况。慢病毒载体在293T细胞上包装完成后,病毒滴度为2.25×10⁵ TU/mL。慢病毒感染LMH细胞,基因和蛋白水平检测结果表明,p15蛋白表达良好。表达ALV p15基因的慢病毒包装成功,并且能够感染鸡源LMH细胞。该载体的构建为进一步研究p15蛋白的生物学功能提供工具。     

鸡X期胚盘细胞电转染外源基因条件的探索

以EGFP为报告基因体外电穿孔转染鸡X期胚盘细胞,探讨适宜电转染条件以及影响鸡ES细胞存活率和转染率因素。分离鸡X期胚盘细胞进行培养、传代及鉴定,二代细胞设定不同的电压、脉冲时间、质粒浓度、细胞密度及孵育温度等条件转染。电击后10 min,0.4%台盼蓝染色,血细胞计数板计数,计算存活率。48 h后在荧光显微镜下计绿色荧光细胞数和总细胞数,计算转染率。结果表明:电转染鸡ES细胞的最优化电压为280 v,脉冲时间为75μs,质粒浓度为20μg/mL,转染前4℃、转染后25℃(室温)或4℃各静置10 min,细胞密度调整在1×105个/mL×106个/mL,尽量使细胞处于对数生长期。电穿孔法转染鸡ES细胞是简便有效的方法,利用优化条件转染ES细胞,可以满足进一步实验的要求。     

Generation of Sperms Containing EGFP‐LacZ Following Transfection of Chicken Testis with a Eukaryotic Dual Reporter Vector

Male germ cells modified by foreign genes can be used to generate transgenic chicken. In this study, in vivo transfection of chicken testis with an EGFP‐LacZ dual reporter expression vector was performed. Large‐scale plasmid DNA preparation of the EGFP‐LacZ eukaryotic expression vector was carried out and efficient transfection of chicken testicle cells using the prepared plasmid DNA was confirmed in vitro. The reporter plasmid was directly injected into adult rooster testes. Semen samples were collected on 10‐days post‐transfection and every other day thereafter; and a total of six collections were made. Semen slides were subjected to fluorescence microscopy and β‐galactosidase activity assay to identify sperms carrying the reporter genes. The presence of EGFP and LacZ was further confirmed by PCR amplification with sperm genomic DNA as template. The testicles of those birds were subjected to cryostat sectioning, fluorescence microscopy and β‐galactosidase activity assay. The results showed that sperms with green fluorescence were not observed on semen slides; however, sperms positive for β‐galactosidase were detected. Specific amplicons of EGFP and lacZ were detected in four of the six sequentially collected semen samples. Fluorescence microscopy of the corresponding semen slides revealed yellow‐green fluorescence, but not clear green fluorescence. The β‐galactosidase activity assay and GFP histochemistry using monoclonal antibodies demonstrated positive staining for subsets of testicle cells. Together, these results showed that direct injection of the dual reporter vector into adult rooster testis allowed in vivo transfection of chicken sperm precursor cells, which further developed into sperm containing EGFP‐LacZ.     

ZB transposon and chicken vasa homologue (Cvh) promoter interact to increase transfection efficiency of primordial germ cells in vivo

ABSTRACT

1. In order to increase the efficiency of generating transgenic chicken, this trial focused on two points: primordial germ cells (PGCs）transfection in vivo and a germline-specific promoter.

2. In order to transfect PGCs in vivo, two plasmids (pZB-CAG-GFP, pCMV-ZB）were co-injected into chicken embryos via the subgerminal cavity at Hamburger and Hamilton (HH) stage 2–3 or via blood vessel at HH stage 13–14. Results showed that the percentage of GFP+ embryos, viability and hatching rate of embryos injected at HH stage 13–14 were significantly higher than that at HH stage 2–3.

3. Two plasmid transposon systems were used for chicken embryo micro-injections. The donor plasmid, with a green fluorescent protein (GFP) reporter gene, was mediated by the ZB transposon. The helper plasmid was a transposase expression vector driven by the promoter of the chicken vasa homologue (Cvh) gene or Human cytomegalovirus (CMV) promoter. Results showed that 60.98% of gonads in Cvh group expressed GFP, which was 52.50% higher than seen in the CMV group. Only gonad tissue from the Cvh group showed any GFP signal, whereas both gonads and other tissues in the CMV group showed green fluorescence.

4. The data suggested that ZB transposon-mediated gene transfer was efficient for transfecting PGCs in vivo; the Cvh promoter drove the transposase gene specifically in the germline and increased the efficiency of germline transmission. Blood vessels injection at HH stage 13–14 may be a more efficient route for PGCs transfection in vivo.