大青杨再生体系的优化

采用正交试验设计,研究不同培养基和不同激素质量浓度配比对大青杨无菌苗叶片植株再生体系的影响,优化大青杨植株再生体系。结果表明:对大青杨不定芽诱导的影响最大为激素NAA,其次是培养基类型,最后是激素6-BA;不定芽增殖的影响最大是NAA,其次是培养基类型,最后是6-BA;对丛生苗生根的影响最大是激素类型,然后是培养基类型;培养基类型和激素的质量浓度对大青杨再生体系有着较明显的影响。最适宜大青杨分化的培养基为:WPM+0.5 mg/L 6-BA+0.05 mg/L NAA,诱导率达100%;最适宜大青杨丛生芽增殖的培养基为:MS+0.05 mg/L 6-BA+0.01 mg/L NAA,芽健壮;最适宜大青杨生根的培养基为:1/2MS+0.1 mg/L IBA,经过14 d生根,生根率达100%。     

膜荚黄芪(Astragalus membranaceus(Fisch) Bunge)组织培养再生体系的建立

本研究以膜荚黄芪的子叶、下胚轴、幼茎、幼叶为外植体,诱导愈伤组织及再生芽,建立膜荚黄芪组织培养再生体系。结果表明,子叶是最佳的外植体。在6-BA与2,4-D或NAA培养基组合中,以MS+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.5mg/L为最佳的愈伤组织及芽诱导培养基。黄芪再生植株较难生根,在IAA、IBA和NAA激素培养基组合中,以1/2MS+IBA 2.0mg/L或1/2MS+IBA 1.0mg/L+NAA 1.0mg/L为最佳的试管苗生根培养基,生根率50%左右。     

膏桐叶片再生植株体系的建立

[目的]研究不同激素组合对离体叶片再生体系建立的影响。[方法]选用6-BA与KT为分裂素,以无菌苗的离体叶片为外植体,在MS培养基中进行不定芽诱导,经增殖培养后,用生长素NAA、IBA促进生根,从而判断不同激素对不同外植体诱芽、增殖、生根的影响。[结果]在MS培养基中,单独使用分裂素6-BA或者KT与生长素NAA的组合都不能较好地对叶片进行不定芽的诱导。在同时添加1.00mg/L的6-BA和KT以及0.03mg/L的NAA后对不定芽的诱导效果最好,诱导率达90%;加入0.50mg/L的6-BA、0.50mg/L的KT和0.02mg/L的NAA后,不定芽的增殖和伸长效果较好;在加入0.10mg/LNAA的MS培养基上生根效果最佳。[结论]以MS培养基用适量浓度植物激素诱导膏桐离体叶片,可建立稳定的再生体系,为膏桐的组培扩繁体系提供了一种新的选择。     

中华补血草的组织培养和快速繁殖体系的优化

以中华补血草为试材,通过优化激素配比证明:适宜补血草诱导植株再生的一次成芽培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L+IBA 0.1mg/L;对诱导再生植株生根激素的筛选结果表明,最适生根激素为IBA,其适宜浓度为0.1 mg/L;生根培养基为MS+IBA 0.1 mg/L。     

姜花离体再生体系的建立

为建立姜花离体再生体系,对姜花离体培养过程中种子萌发诱导与不定芽增殖培养基的筛选,以及试管苗生根、移栽等关键技术进行了试验。结果表明:诱导外植体萌芽的最适培养基为MS;培养基MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L利于诱导丛芽及增殖,芽的增殖系数可达4.76,培养基1/2 MS+IBA 0.5 mg/L适宜再生苗的生根诱导。     

番茄离体再生体系优化研究

为了获得番茄离体再生体系的优化方案,对离体再生体系中番茄无菌苗的获得、生芽培养基激素组合及诱导出芽、生根培养基激素组合及诱导生根进行了一系列优化试验．结果显示,在浸泡、暗培养条件下,无菌苗生长快速、整齐;生芽培养基以MS 2．0mg,LBA 0．02mg／L IAA为宜;在再生芽个数方面,子叶要优于真叶、下胚轴,但由于下胚轴具有体积小、操作方便、形成愈伤组织和根的速率较快、根系发达等优点,因此外植体可选下胚轴．下胚轴生根培养基以MS 0．3mg／L IAA为宜,子叶、真叶则使用MS 0．1mg／L,BA 0.3mg／L IAA为宜．再生苗在无菌处理的移栽土中成活率较高,可达90％．     

甜樱桃离体叶片再生的研究

利用甜樱桃的无菌苗叶片做外植体,进行离体叶片再生不定芽研究。结果表明:培养基中添加的激素浓度、种类和配比均影响不定芽再生,6-BA和NAA组合诱导甜樱桃离体叶片再生的活性较强;在MS 6-BA3mg/L NAA0.2mg/L GA30.5mg/L AgNO35.0-10.0mg/L培养基上,通过3次继代培养的不定梢的叶片,再生不定芽的频率达6.4%,确定良好的生根培养基为1/2MS IBA 0.7mg/L NAA0.2mg/L 蔗糖20g/L 琼脂7g/L,生根率可达75.1%。     

欧美杨热杨1号离体叶片快繁体系的研究

[目的]研究欧美杨热杨1号离体叶片快繁技术。[方法]以欧美杨热杨1号为材料,研究了不同植物生长调节剂组合诱导愈伤组织、芽及根的效果。[结果]在附加25种不同植物生长调节剂组合的培养基中,添加6-BA 0.5 mg/L和NAA 0.05 mg/L的MS培养基愈伤组织的诱导率最高,达到100%。36种诱导芽再生培养基中,最佳的诱导芽培养基是MS+6-BA 0.5 mg/L+NAA 0.05 mg/L+IBA 0.1mg/L,出芽率达到100%,且芽质量较高。6-BA和NAA及IBA过高过低都不利出芽。培养基中IBA和NAA两者混合使用时有利于根的形成,诱导生根的最佳培养基是1/2MS+NAA 0.5 mg/L+IBA 0.15 mg/L,生根的小苗被移植在温室条件下生长良好。[结论]以欧美杨热杨1号叶片为外植体,建立了高效植株再生体系。     

金合欢组织培养技术研究

以金合欢的种子为外植体进行离体培养,初步建立了金合欢离体培养再生体系。结果表明:最适宜诱导愈伤组织和不定芽的培养基是MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 0.1 mg/L;最适宜的增殖培养基是MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L;最适宜诱导生根的培养基是1/2MS+IBA 0.4 mg/L。     

软籽石榴(Punica granatum L. cv. Yushizi)叶片再生体系的研究

为建立软籽石榴的离体高效再生体系,试验以新梢为材料建立了软籽石榴的无菌体系,并试验了不同激素组合对软籽石榴增殖效果的影响;以叶片为外植体研究了不同培养基组合对不定芽再生频率和伸长的影响。结果表明,茎段增殖培养的最适培养基为MS+6-BA 0.3 mg/L+KT 0.3～0.4 mg/L+NAA 0.1 mg/L;叶片不定芽诱导的最适培养基为MS+TDZ 0.6 mg/L+NAA 0.2 mg/L,在不定芽诱导培养基中添加0.6 mg/L的GA3对不定芽的伸长效果较好。在1/2MS+NAA 0.2 mg/L+IBA 0.2 mg/L+AC0.5 g/L培养基增殖培养所得芽苗生根效果最优。     

铁线莲组培快繁技术研究

[目的]研究不同激素浓度对铁线莲诱导、增殖和生根的影响,建立铁线莲组培快繁技术。[方法]以铁线莲茎段为外植体,在MS培养基中加入不同浓度的6-BA、NAA和IBA,研究不同激素浓度对其腋芽诱导分化、诱导芽增殖和继代苗生根的影响。[结果]铁线莲腋芽诱导效果以MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L为最佳;增殖培养以MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 0.50 mg/L为最佳;继代苗生根培养以MS+6-BA 1.5 mg/L+IBA 2.0 mg/L最佳。[结论]建立了铁线莲组培快繁技术体系,为其规模化生产提供理论依据。     

三角梅组织培养外植体再生体系建立研究

以三角梅 (Bougainvilleaglabra)的带芽茎段、茎尖、叶片等营养器官为外植体进行组织培养 ,着重研究三角梅的最佳外植体类型 ,最佳培养基配方及植株再生的可能途径。研究表明 :①不同类型的外植体再生能力大小为 :茎段 >茎尖 >叶片 ;②初代培养最佳的诱导培养基为MS +6 -BA 1 0mg/L +IBA 0 5mg/L ;③继代培养丛芽增殖最佳培养基为MS +BA 2 0mg/L +IBA 0 1mg/L。     

4个多用途萱草品种离体快繁体系的建立

[目的]建立4个多用途萱草品种的离体快繁体系.[方法]以4个多用途萱草品种为试材,研究消毒时间对不同外植体的影响,以及不同激素配比的培养基对愈伤组织、增殖培养和生根培养的影响.[结果]消毒时间以10 min最佳,花茎是萱草组织培养的最佳外植体;愈伤组织诱导的最佳培养基为：MS＋ 1.5 mg/L 6-BA ＋0.2 mg/L IBA;在增殖培养中,MS＋ 1.5 mg/L 6-BA＋ 0.2 mg/L IBA为最佳增殖培养基.1/2MS ＋0.3 mg/L IBA和1/2MS＋ 0.3 mg/L NAA培养基为4个品种的最佳生根培养基.[结论]该方法建立了4个多用途萱草品种的离体快繁体系,为萱草的种质资源栽培提供了理论依据.     

温莎甜荞再生体系建立的研究

为了荞麦的进一步研究和转基因体系的建立以及农杆菌介导转化的研究奠定基础,为基因工程改良荞麦芦丁生物合成提供了理论依据及技术保证。以温莎甜荞为研究材料,建立组织培养再生体系,以子叶和下胚轴为外植体,基本培养基为MS,添加不同浓度的生长素和细胞分裂素,设计不同激素配比组合,在相同的培养条件下,研究温莎甜荞子叶和下胚轴愈伤组织诱导和生长特征,筛选出诱导温莎甜荞愈伤组织的最适培养基,为基因工程提供参考和理论依据。研究表明：温莎甜荞子叶产生愈伤组织的最佳培养基为MS+2,4-D 2 mg/L+6-BA 0.4 mg/L。诱导芽的最佳培养基为MS+6-BA 1.5 mg/L+IBA 0.3 mg/L。下胚轴诱导愈伤组织的最佳培养基为MS+2,4-D 3 mg/L+6-BA 0.1 mg/L。诱导芽的最佳培养基为MS+6-BA 3 mg/L+IBA 0.5 mg/L。生根的最佳培养基为1/2 MS。     

木豆不定芽再生途径的高效快繁体系

以木豆成熟胚为外植体,通过探讨不同培养条件对不定芽的诱导、增殖及生根等能力的影响,以建立高效的快繁体系。结果表明：适合胚生长的培养基为MS附加0.5 mg/L BA和0.1 mg/L IBA;不定芽增殖培养基以EC6附加0.4 mg/LBA与0.2 mg/L IBA效果最佳;生根培养基以MS附加0.1 mg/L IBA效果最好,生根率为82.4%,移栽成活率为85%。     

水榆花楸微型繁殖技术的研究

[目的]研究水榆花楸的微型繁殖技术。[方法]以带侧芽的水榆花楸茎段为外植体,研究不同外植体消毒时间、基本培养基及植物生长调节剂种类和浓度对水榆花楸侧芽诱导、丛生芽增殖及生根的影响。[结果]外植体的最佳消毒时间为7 min;侧芽的最佳诱导培养基为MS+KT 2.0 mg/L+IBA 0.2 mg/L;丛生芽的最佳增殖培养基为MS+KT 2.5 mg/L+IBA 0.1 mg/L;最佳生根培养基为1/2MS+IBA 0.5 mg/L。[结论]该研究为水榆花楸苗木的大规模工业化生产提供了技术支持。     

宜兴百合组培快繁技术的研究

[目的]采用组织培养的方法对宜兴百合(Lilium lancifoium Thumb)进行扩大繁殖研究。[方法]以宜兴百合鳞茎为外植体,在其不同的组织培养阶段采用不同的激素配比,观察培养效果,以建立宜兴百合的组培快繁体系。[结果]宜兴百合鳞茎不定芽诱导的最佳培养基为MS+3.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L NAA,继代培养的最佳培养基为MS+3.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA,生根培养的最佳培养基为1/2MS+0.5 mg/L IBA。[结论]为提高宜兴百合的繁殖系数和加快其产业化生产提供技术支撑。     

滩涂适生金银花组培体系的构建与优化

[目的]构建并优化滩涂适生金银花的组培体系。[方法]以具有活力的金银花茎段、叶芽和叶片为材料,采用混合水平的正交试验设计,以MS为基本培养基,与不同浓度比例的NAA、IBA、6-BA、KT等植物生长调节剂构成金银花诱导愈伤组织、丛芽分化、生根的组合方案,对金银花组织培养快繁技术开展系统研究。[结果]外植体类型影响愈伤组织的产生,叶芽的愈伤组织诱导分化率显著高于茎段和叶片(P0.05),诱导出的愈伤组织结构紧密。不同植物生长调节剂组合的培养基对愈伤组织的诱导率也有显著影响(P0.05)。愈伤组织在培养基MS+0.05 mg/L 6-BA+1.0 mg/L NAA中生长良好,具备较高的分化能力。含有低浓度的生长素和分裂素的培养基MS+0.1 mg/L 6-BA+0.05 mg/L NAA更有利于金银花愈伤组织诱导丛芽分化,能够从数量和质量上改善分化出的丛芽素质。在诱导根分化的培养基MS+0.03 mg/L NAA+1.00 mg/L IBA中,根的分化效率明显提高,丛根更为密集,有利于扩大繁殖系数。[结论]试验为金银花提供了从"外植体选择→诱导愈伤组织→丛芽分化→生根"等整个过程中优化的组培快繁体系,为耐盐金银花滩涂规模化种植提供了技术支撑。     

绿萝组织培养与快繁技术

[目的]研究绿萝组培快繁技术要点,为绿萝再生体系建立和工厂化生产提供技术支持.[方法]以绿萝叶片和无节茎段为外植体,以MS为基本培养基,探讨不同浓度的激素组合(1.0~3.0 mg/L 6-BA、0.1~0.3 mg/L NAA、0.1~0.3mg/L IBA)对愈伤组织诱导及其分化、不定芽诱导、生根培养等的影响.[结果]两种外植体均能产生愈伤组织,但茎段产生愈伤组织较快,产生不定芽也快.叶片诱导愈伤组织的最适培养基为MS+6-BA 3.0 mg/L+NAA 0.3 mg/L,愈伤组织分化的最佳培养基为MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L.茎段诱导愈伤组织及其分化的最适培养基均为MS+6-BA 2.0mg/L+NAA 0.2 mg/L,最适生根培养基为1/2MS+NAA 0.2 mg/L.[结论]绿萝叶片和茎段可作为愈伤组织培养的较好外植体,茎段培养效果优于叶片.     

悬铃木再生组织培养体系的建立

为优化从而建立悬铃木再生的组织培养体系,本研究以茎段作为外植体,设计不同的实验方式进行其诱导,分析消毒时间、激素配比、生根培养等对悬铃木再生的组织培养体系的影响,筛选出不同阶段的最佳培养基。结果表明:悬铃木茎段的最佳的消毒条件是0.1%HgCl2消毒17min,最适初代培养基为MS+ZT4mg/L+IAA1.0mg/L,增殖培养基为MS+ZT3mg/L+IAA1.0mg/L,生根培养基为MS+IBA0.1mg/L。