CRISPR/Cas9基因编辑技术在果树作物中的应用研究进展北大核心CSCD

成簇规律间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)/CRISPR相关蛋白9(Cas9)已成为一种有价值的基因组编辑工具,能够在特定选择的位点改变DNA序列,可以在作物基因组的靶点位置精确地实现删除、替换或插入特定序列,引入理想的目标性状。该工具具有简单、高效、成本低以及功能强大等特性,在柑橘、葡萄、香蕉和草莓等果树中已实现多种类型的应用,包含产生白化表型、调控童期和花期、调控果实品质以及创造矮化和抗病虫害品种等。综述了CRISPR/Cas9系统及其作用过程,介绍了新开发的精准编辑技术,包括单碱基编辑器、引导编辑及CRISPR/Cpf1多基因编辑系统,并详细阐述了CRISPR/Cas9系统在果树基因组编辑中的应用进展,包括果树种类、目标基因及目标性状等,归纳了CRISPR/Cas9系统实现高效编辑所遇到的遗传转化和再生体系、脱靶效应和启动子选择问题,最后提出了不断优化遗传转化和再生体系、合理选择靶位点和设计sgRNA、植物内源启动子及新编辑技术的解决策略。     

梨愈伤组织双靶点CRISPR/Cas9基因编辑系统的建立

为了在梨愈伤组织中建立CRISPR/Cas9基因编辑体系,将proDAM3:GUS转入‘茄梨’愈伤组织,通过构建双靶点的CRISPR/Cas9基因编辑载体,利用农杆菌介导的遗传转化法侵染proD AM3:GUS转基因梨愈伤组织,通过测序及GUS染色的方法检验敲除效果,分析靶基因突变类型。结果表明,共有4个转基因株系在靶位点处发生了基因突变,编辑效率为66.7%。对所有基因编辑株系的有效克隆进行分析,结果显示sgRNA1在靶位点GUST1的突变频率达到71.4%,高于sgRNA2在靶位点GUST2突变频率的46.4%,说明sgRNA1可以更有效地与靶位点结合。测序结果表明,4个基因编辑株系中GUS基因均被敲除,基因突变的类型包含碱基缺失、插入及两个靶点之间大片段的缺失,不存在碱基替换。GUS染色结果显示,基因敲除后的GUS转基因愈伤完全呈白色,说明利用CRISPR/Cas9多靶点基因编辑系统可以在梨愈伤组织中实现高效的基因敲除。     

利用CRISPR/Cas9技术创制高番茄红素番茄新材料

以大果型栽培番茄资源“T048”为材料,利用CRISPR/Cas9技术对滞绿基因SlSGR1进行定向编辑。对19株转基因阳性株系进行靶位点序列分析发现,共有10株发生了编辑事件,编辑效率为52.6%。通过测序分析发现,编辑类型涉及碱基的缺失、插入及替换,多数发生在PAM序列上游3～4 bp碱基处,同时也发现了两个编辑位点间共565 bp的序列倒位。表型分析发现,T1代纯合编辑株系叶片衰老减缓,果实表现为铁锈色,且番茄红素、叶绿素及β–胡萝卜素含量显著提高。对类胡萝卜素合成关键基因进行分析发现,纯合编辑株系果实中的SGR1表达量显著降低,而PSY1表达量显著提高。结果表明,通过CRISPR/Cas9技术对滞绿基因SlSGR1进行定向编辑可有效提升番茄果实中番茄红素、β–胡萝卜素等类胡萝卜素含量,进而为番茄营养品质育种提供新种质。     

利用CRISPR/Cas9技术敲除青花菜BoSP11创制自交亲和系

通过CRISPR/Cas9技术敲除SRK基因或者SP11基因可以直接将甘蓝类蔬菜自交不亲和材料改造成自交亲和材料。本研究中根据全基因组重测序获得青花菜(Brassica oleracea var.italic) BoSP11基因序列,构建双靶位点的CRISPR/Cas9基因编辑载体,利用农杆菌介导的遗传转化法对BoSP11进行敲除。结果显示,获得的29株转基因植株中有23株发生基因突变,编辑效率为79.3%。TA克隆测序结果表明有4株为纯合突变,19株为杂合突变。统计纯合突变T₀代自交结籽情况发现花期自交亲和指数高达6.82,为目前所报道的能获得的亲和性最高指数。T₁代植株在隔离大棚中通过蜜蜂授粉平均单株采收种子24.8 g,完全实现不需要人工干预完成亲本材料的自交繁育。     

利用CRISPR/Ca9技术靶向编辑芥蓝BoaZDS

以芥蓝(Brassicaoleraceavar.alboglabra)为材料,以ζ–胡萝卜素脱氢酶(ζ-Carotene desaturase,ZDS)基因为目标基因,建立其CRISPR/Cas9基因组编辑体系。在BoaZDS的编码区近5′端选择靶位点,构建了CRISPR/Cas9表达载体,通过农杆菌介导的遗传转化方法获得了19个芥蓝转基因阳性植株,Sanger测序分析发现其中13株成功突变,CRISPR/Cas9载体在芥蓝上的突变效率为68.42%,且所有突变植株均表现出明显的白化表型。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术在大型真菌研究中的应用现状

大型真菌与人类生活密切相关,但大部分大型真菌缺乏高效的遗传操作系统,极大地影响了功能基因功能分析及遗传改良研究。近年来CRISPR/Cas9基因编辑技术发展迅速,已经成为生命科学研究领域不可或缺的技术之一。笔者概述了CRISPR/Cas系统的结构类型及CRISPR/Cas9系统作用机理,介绍了CRISPR/Cas9基因编辑技术在大型真菌研究中的应用现状,并针对Cas9和sgRNA的表达、遗传转化策略、靶位点选择等影响编辑效率的关键问题进行了分析讨论,旨在为该技术在大型真菌研究中的应用提供参考。     

利用CRISPR/Cas9敲除葡萄VviPDS1基因的研究

选择葡萄八氢番茄红素脱氢酶(Phytoene desaturase)基因VviPDS1为靶标,利用CRISPR/Cas9系统构建基因敲除载体,瞬时转化葡萄叶片原生质体,检测到不同类型的突变。通过农杆菌介导转化‘无核白’葡萄胚性愈伤组织,筛选获得卡那霉素抗性植株71株。经PCR鉴定,其中53株为阳性植株,阳性率为74.64%。测序结果表明,共有20株在靶点发生不同类型的突变,编辑效率为37.74%;其中9株产生了双等位基因突变。对其进行氨基酸序列预测,在第202位氨基酸之后发生了不同程度的变异。利用CRISPR/Cas9系统敲除VviPDS1获得的突变体植株呈现整体矮化,其叶片出现不同程度白化。表明CRISPR/Cas9系统可以通过细胞中的瞬时或稳定表达进行基因编辑,可以实现在葡萄编辑植株中产生纯合敲除。     

CRISPR/Cas9系统在园林植物中的研究展望

CRISPR/Cas9系统是近年来迅速发展起来的一种新型基因编辑技术,作为一种高效的育种研究技术已在多种植物中实现了定点突变,具有广阔的应用前景。园林植物观赏性状的改良对丰富园林景观具有重要的作用,但是园林植物的遗传背景复杂,严重制约了基因编辑技术的应用。该文介绍了CRISPR/Cas9系统的基本原理及在植物中的研究进展,总结了CRISPR/Cas9系统针对不同类型植物适合的筛选方法及目前存在的问题,并展望了该技术在园林植物育种中的发展前景,以期能够高效利用CRISPR/Cas9系统改良无基因组参考的植物,快速获得观赏价值高的新品种。     

利用发根农杆菌体系检测西瓜CRISPR/Cas9系统的靶位点

西瓜遗传转化技术周期长,过程复杂,CRISPR/Cas9基因编辑系统又存在着一定的脱靶效应,为了保障所选择的靶位点的可行性,本研究选择西瓜ClSPO11-1基因(ID:Cla003301)为靶标,利用CRISPR/Cas9基因编辑系统构建双靶点的基因敲除载体,利用发根农杆菌Ar. Qual菌株侵染西瓜子叶外植体,通过简单的组培过程,使西瓜外植体长出不定根,在不定根中检测到了在靶位点1处发生了不同程度的碱基缺失,经过与野生型氨基酸序列比对分析后发现均造成了翻译提前终止和氨基酸的突变,成功实现了对西瓜不定根的基因编辑,该方法周期短,操作简便,实现了快速鉴定在西瓜中选择的靶位点的靶向效率,为研究西瓜基因功能和遗传改良提供了保障。     

基于CRISPR/Cas9技术研究金针菇冷诱导结实基因HK1和HK2的编辑转化系统

对金针菇(Flammulina velutipes)冷诱导相关的组氨酸激酶基因HK1和HK2构建了基因组编辑(CRISPR/Cas9)pgfvs-Cas9-HK1-gRNA和pgfvs-Cas9-HK2-gRNA表达载体,探索了金针菇菌丝体及原生质体对潮霉素的最低敏感浓度,利用PEG介导的方法将表达载体pgfvs-Cas9-HK1/HK2-gRNA转化金针菇原生质体,经潮霉素筛选后的拟转化子再进行PCR鉴定。结果显示:金针菇菌丝体及原生质体对潮霉素的最低敏感浓度均为50μg/mL;经潮霉素筛选后的部分拟转化子成功扩增出Cas9的部分片段,携带有HK1、HK2基因载体的Cas9蛋白基因成功整合到了金针菇的基因组中,两个表达载体转化率分别为24.1%和12.5%。     

基于CRISPR系统的双孢蘑菇基因编辑体系建立及应用

根据CRISPR(clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas(CRISPR-associated)基因编辑技术,设计AbPPO4特异性导向RNA,构建双孢蘑菇(Agaricus bisporus)基因编辑载体pAbGEB1-AbPPO4,再通过农杆菌介导转化双孢蘑菇菌丝体建立基因编辑体系,观察菌丝生长状况。结果表明:获得12株转化子,1号和7号的菌丝体中存在潮霉素抗性基因,且AbPPO4基因的相对表达量较低,分别为0.28±0.04和0.47±0.02,与对照组相比,组间差异均具有统计学意义(P0.05),说明1号和7号转化子的菌丝体AbPPO4基因表达受到了抑制;与对照组相比,1号和7号转化子的菌丝体中AbPPO4基因均发生了突变,1号和7号分别产生了4 bp和11 bp的碱基缺失,证明设计的CRISPR/Cas9系统在双孢蘑菇内对AbPPO4基因成功地进行了编辑;同时发现AbPPO4基因突变后对双孢蘑菇菌丝体的生长产生了不利影响。     

基于In-fusion技术的ERECTA基因植物表达载体的构建

以黄瓜品种‘长春密刺’(CCMC)为试材,利用高保真酶Iproof及不依赖于酶切的In-fusion技术,构建基于本底启动子驱动的黄瓜ERECTA基因的植物表达载体,以探讨ERECTA基因在黄瓜中的功能,以期为黄瓜抗性性状的遗传改良提供技术支持。结果表明:从CCMC的基因组DNA中克隆的2段gERECTA(DNA序列)长度分别为8 940bp和9 812bp,并分别命名为CsgERECTA-Flag和CsgERECTA-Poly。经过质粒PCR、梯度片段PCR和测序结果的鉴定表明,pCAMBIA3301-gERECTA的2个植物表达载体都已成功构建并转入根癌农杆菌EHA105中。     

利用CRISPR/Cas9技术创制番茄粉果和无绿肩材料

以栽培番茄品种（系）Ailsa Craig(AC)、B5和B9为试材，利用CRISPR/Cas9双元表达载体系统，对番茄品质调控关键基因SlGLK2和SlMYB12进行定点敲除。获得AC背景下SlGLK2和SlMYB12的基因编辑植株各9株，B5背景下SlGLK2的基因编辑植株3株，B9背景下SlMYB12的基因编辑植株4株。通过对靶点测序发现，在靶位点的PAM上游3～4 bp处发生了不同形式的碱基缺失、插入或替换，主要以1～10 bp的缺失和单碱基G和T的插入为主；也产生了两靶点间的大片段缺失，最大片段为334 bp。AC背景下敲除SlMYB12产生粉色果实，敲除SlGLK2基因，果实肩部的绿色明显变浅，B5背景下的3株基因编辑番茄均无“绿肩”。本研究中利用CRISPR/Cas9技术在不同番茄种质中成功创制了敲除SlGLK2或SlMYB12的基因编辑材料，以期为番茄品质育种提供优良种质。     

应用CRISPR/Cas9体系对番茄PSY 1基因的定点编辑

基于NCBI数据库提供的番茄八氢番茄红素合成酶基因(PSY 1)全长,并根据基因序列中PAM(proto adjacent motif)的位置设计特异性sg RNA,构建CRISPR/Cas9 Level 1、Level 2载体;将设计好的载体转化农杆菌,继而转染番茄子叶,利用PCR产物测序法检测sg RNA在番茄基因组中的敲除效率。结果表明,36个转基因植株中有22个PSY 1基因目标区出现不同数目的碱基缺失、增加或互换,初步估计基因敲除效率为61%。本试验在番茄中初步建立了CRISPR/Cas9介导的基因敲除技术,该技术能够稳定的在番茄中实现基因敲除。     

矮牵牛PDS基因的克隆及其在shRNA介导的基因沉默中的应用

以矮牵牛(Petunia hybrida)自交系‘Mitchell Diploid’(MD)为材料,通过3′RACE和5′RACE获得了其八氢番茄红素脱氢酶基因(PhPDS)的cDNA序列,进而通过PCR扩增出编码区的基因组序列。分析结果显示,PhPDS的cDNA序列全长2 182 bp,编码区序列1 746 bp,编码582个氨基酸。推测的蛋白质序列具有类胡萝卜素脱氢酶的保守结构域特征。编码区的基因组序列长7 609 bp,结构与番茄和拟南芥等PDS基因相似,具有14个外显子和13个内含子。利用博德研究所的小发夹RNA(shRNA)设计程序设计了两个针对PhPDS的shRNA,构建植物表达载体转化矮牵牛后,从其中一个载体的转化子中获得白色愈伤组织和幼枝,对白色幼枝的RT-PCR检测表明,其PDS基因的cDNA累积量减少,表明shRNA基因沉默技术能在矮牵牛中应用。以PDS基因为靶基因比用花色素合成基因研究基因沉默技术能更快地分析基因沉默的效果,全长序列的获得将有助于PDS基因在矮牵牛基因沉默技术研究中的应用。     

君子兰转化酶基因片段(CMCW1)的克隆和序列分析

 分析植物酸性转化酶基因的保守区序列，设计一对PCR引物，以君子兰基因组DNA为模板，采用PCR方法扩增出长约500 bp的DNA片段，克隆入pGEM-TEasy载体，测序结果表明获得君子兰酸性转化酶基因家族的一个成员CMCW1，该基因片段长518 bp，不含内含子，编码172个氨基酸。其序列已在GenBank中登记(登记号为AY151269)。在GenBank中进行同源性检索的结果表明，该成员编码的氨基酸与其它植物细胞壁酸性转化酶编码的氨基酸同源性较高。     

利用西瓜愈伤组织快速检测CRISPR/Cas9基因编辑效率

西瓜作为重要的园艺经济作物,其CRISPR/Cas9基因编辑效率的快速检测方法仍十分匮乏。以愈伤组织再生能力强的野生西瓜种质ZTC为试验材料,针对西瓜ClPDS基因构建CRISPR/Cas9双靶点敲除载体,利用农杆菌侵染西瓜幼嫩子叶,在含1.0 mg·L-12,4-二氯苯氧乙酸生长素的MS培养基中诱导愈伤组织形成,通过绿色荧光蛋白标记筛选阳性愈伤组织,检测其编辑效率。结果表明,2个靶点均发生基因编辑,靶点1处的编辑效率为42.95%,靶点2处的编辑效率为29.92%。在愈伤组织中建立了西瓜生长发育早期有效基因编辑效率检测体系,为后续编辑株系的确定节约了大量时间,为基因编辑技术应用于西瓜重要农艺性状改良及优异种质创制提供了技术支撑。     

不同地区松茸ITS序列分析及系统发育研究

对吉林省延吉市和云南省昆明市松茸子实体的ITS序列进行遗传多样性研究。提取两个地区松茸子实体的基因组DNA,应用特异引物对其ITS序列进行PCR扩增及测序,并对云南省昆明市松茸样品进行克隆及测序。之后从GenBank上获取5个地区7条松茸ITS序列,并利用MEGA、BLAST、DNAMAN和ClustalX软件进行对比分析和构建系统发育树。对云南松茸样品克隆发现,ITS序列中有A与G、T与c的颠换,并插入1个碱基T。序列对比发现,松茸ITS序列长度在600bp～604bp范围内,G＋C含量在43．0％～44．2％之间,共有41个变异位点,ITS2变异位点数要多于ITSl的变异位点数。同时,多个位点存在着转换、颠换、插入和缺失,表明不同产地松茸ITS序列在进化过程中存在差异,为真菌分类、鉴定等研究提供了重要的资料和依据。     

牡丹ACC氧化酶基因的克隆与反义载体的构建

根据报道的牡丹ACC氧化酶基因(DQ337251)cDNA序列,设计一对特异引物,以牡丹品种"洛阳红"基因组DNA为模板,用PCR扩增方法克隆出牡丹ACC氧化酶基因的部分片段,并将其连接到pMD18-T载体上进行测序.结果表明,克隆的序列全长为467 bp,其中包括一个长度为157 bp的序列,推测它可能是一个内含子,其它序列与已报道序列同源性为98.2%;用SacⅠ和XbaⅠ对重组质粒和载体pBI 121酶切、连接,构建牡丹ACC氧化酶基因的反义表达载体.     

秋子梨品种‘龙香’S基因型的鉴定及梨S_(42)-RNase新基因的序列分析

利用特异引物对秋子梨品种‘龙香'的基因组DNA进行PCR扩增.通过对扩增片段的回收、克隆和测序,获得2条大小分别为469 bp和653 bp的DNA序列,将其推导氨基酸序列与GenBank中已登录的梨S基因的序列进行比对.结果表明:469 bp序列与已登录梨的S16-RNase基因完全一致,确定‘龙香'的1个等位基因为梨S16基因;653 bp序列与梨S基因的相似性在75%～90%之间,且在高变区存在6个以上氨基酸的差异,近一步分析确定为1条新的梨S基因,命名为S42-RNase基因,该基因在GenBank的登录号为:EF088497.确定秋子梨品种‘龙香'的S基因型为S16S42.