CRISPR-Cas9系统在蔬菜育种上应用研究进展

由规律成簇间隔短回文重复序列(clusteredregularly interspaced short palindromic repeat,CRISPR)和CRISPR相关蛋白(CRISPR-associated protein)组成的CRISPR-Cas系统是细菌一种重要的获得性免疫系统。经改造的CRISPR-Cas9系统不仅能对基因组进行单个位点的特异性识别,还可对基因组的多个位点同时修饰,实现目的基因的插入、缺失。经过几年的发展,已在番茄、马铃薯、甘蓝、油菜等蔬菜中成功应用,创造了很大的应用价值。主要对CRISPR-Cas9系统原理及以番茄为主等蔬菜应用研究进展进行了综述,以期为蔬菜改良育种研究提供参考。     

CRISPR-Cas9系统在蔬菜育种上应用研究进展

由规律成簇间隔短回文重复序列(clusteredregularly interspaced short palindromic repeat,CRISPR)和CRISPR相关蛋白(CRISPR-associated protein)组成的CRISPR-Cas系统是细菌一种重要的获得性免疫系统。经改造的CRISPR-Cas9系统不仅能对基因组进行单个位点的特异性识别,还可对基因组的多个位点同时修饰,实现目的基因的插入、缺失。经过几年的发展,已在番茄、马铃薯、甘蓝、油菜等蔬菜中成功应用,创造了很大的应用价值。主要对CRISPR-Cas9系统原理及以番茄为主等蔬菜应用研究进展进行了综述,以期为蔬菜改良育种研究提供参考。     

CRISPR-Cas9基因编辑技术在特种药材中的研究与应用

CRISPR-Cas9基因编辑技术是继锌指核酸酶（ZFNs）和TALEN核酸酶（TALENs）之后、可高效定点编辑的第三代基因编辑技术,是目前基因功能研究和遗传疾病治疗等生命科学领域最前沿的基因编辑技术,在植物现代生物技术中占据着很重要的地位,特别是在作物遗传改良方面。作为作物遗传改良育种的有效技术手段,CRISPR-Cas9基因编辑技术为创制特种药材新种质资源特别是专用型品种资源带来了新契机,对于特种药材种质创新具有极其重要的作用。本文对CRISPR-Cas9基因编辑技术在特种药材中的研究与应用进行了综述,以期为特种药材的基因功能研究以及种质创新工作提供良好的研究基础与理论依据。     

CRISPR/Cas9基因组定向编辑技术的发展与在作物遗传育种中的应用

CRISPR/Cas9系统是近年发展起来的、由导向RNA介导的基因组定向编辑技术。总结了CRISPR/ Cas9基因组定向编辑技术的发展历程,并综述了其在作物遗传育种研究中的多方面应用。CRISPR/Cas系统是存在于大多数细菌与所有古生菌中的一种后天免疫系统,以消灭外来质体或者噬菌体。 根据Cas蛋白组分及氨基酸序列不同,已发现的CRISPR/Cas系统可以分为3种不同类型,Ⅰ型、Ⅱ型和Ⅲ型。其中,Ⅱ型是以Cas9蛋白及导向RNA为核心组份,组成较为简单,是目前经过改造用于开发基因组定向编辑技术的主要类型。自CRISPR/Cas9技术体系首先在人类与动物细胞系中建立后,经过改造的CRISPR/Cas9系统被迅速地应用于拟南芥、烟草、高粱、水稻、小麦、玉米等不同植物基因组的定向编辑研究中。CRISPR/Cas9与ZFNs或TALENs一样都是通过自身的核酸内切酶活性引起靶位点DNA序列双链断裂,然后通过非同源末端连接或同源重组介导的修复2种方式引入突变。至今,在多种作物中已实现诱导产生多种定点突变（包括插入、缺失或修饰等）,并可获得较高的突变诱导率和可稳定遗传的基因组编辑后代植株。与ZFNs或TALENs技术相比,CRISPR/Cas9技术可以实现对基因组中多个靶基因同时进行编辑,从而可以用来修饰同一基因家族中的不同成员或同一代谢途径中的不同调控基因,为其一大优势。由于CRISPR/Cas9技术具有突变诱导率高、成本低、易于操作及可以多重基因编辑等特点,已成为具有广阔应用前景的作物遗传改良与育种研究的分子操作系统。CRISPR技术除了可以对基因组中不同靶基因进行定向编辑以外,还可以广泛地应用于基因表达调控研究、细胞定位运输系统研究及新型RNA沉默系统构建等方面。基因组编辑技术是继转基因技术之后人类对生物进行遗传操作的又一个革命性技术。但是,与转基因技术相比,CRISPR/Cas9基因组编辑技术操作更加简单、快捷。应用CRISPR/Cas9基因组编辑技术进行育种可以不引入外源基因,在进行基因组编辑之后可以不留下转基因的痕迹,从而导致定义转基因生物的不明确性,因此,政府监管部门是否应该按照转基因的管理办法来监管CRISPR/Cas9技术的应用尚有待决定。     

基因编辑技术CRISPR-Cas9在畜禽改良领域的应用

基因编辑技术是一种新兴的基因改良方法,其可以精准地修改生物体的基因序列,从而改变生物体性状。在畜禽改良领域,CRISPR-Cas9技术可以被用来改良畜禽的生长速度、肉质品质、疾病抗性等。本文将从CRISPR-Cas9技术在畜禽改良方面的应用现状及未来发展方向进行阐述。     

利用CRISPR-Cas9基因编辑技术制备牛MSTN基因编辑胚胎

为了给双肌肉牛品种的培育提供新的遗传素材,拟利用CRISPR-Cas9基因编辑技术制备牛MSTN基因编辑胚胎。从采集到的86对牛卵巢中收集卵母细胞进行成熟培养以及体外受精,并使用在线软件设计能够在体外高效编辑牛MSTN基因的gRNA序列,将验证后所得的体外切割活性最高的gRNA与Cas9 mRNA的混合物显微注射牛的受精卵,培养至囊胚后,利用T7EI核酸内切酶法检测囊胚中MSTN基因的编辑情况,然后将基因编辑阳性的囊胚样品进行测序验证。结果表明,牛胚胎体外培养平均囊胚率为21.28%;在设计的多条gRNA序列中,gRNA5的体外切割活性最高,为96.00%;将Cas9 mRNA和gRNA5的混合物显微注射受精卵并培养至囊胚后,T7EI核酸内切酶检测表明囊胚MSTN基因切割阳性率为15.40%;对MSTN基因编辑囊胚阳性样品测序表明,在gRNA5靶位点存在部分片段缺失。综上,说明利用CRISPR-Cas9基因编辑技术成功获得了牛MSTN基因编辑胚胎。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术的发展及其在植物中的应用

CRISPR/Cas9系统可以对目标基因进行定向编辑,在植物基因功能研究和遗传改良中具有巨大的潜在应用价值,因其具有高效、操作便捷及成本低的特点,成为当前基因组编辑技术的主流。概述了CRISPR/Cas9系统的起源、分类、作用机制及其在农作物和林木基因功能验证和遗传改良中的应用,并对未来需要完善的相关问题和发展趋势进行了探讨。     

基因组编辑技术研究进展及其在植物中的应用

基因组编辑技术是进行农作物基因功能研究和遗传改良的重要辅助工具,目前已经成熟应用的基因组编辑技术包括ZFNs、TALENs以及近几年兴起的CRISPR/Cas系统。该文介绍了ZFNs、TALENs及CRISPR/Cas系统的研究进展、各自的优缺点以及在植物中的应用,并对基因组编辑技术的应用前景进行了展望。     

一种CRISPR-Cas9介导的拟南芥高效基因编辑系统的构建与应用

【背景】近些年兴起的CRISPR-Cas9基因编辑技术在多种植物中实现了高效的基因打靶,为基因功能研究提供了一种高效快速的方法,但一些CRISPR-Cas9载体编辑效率很低。【目的】通过构建一种由RIBOSOMAL PROTEIN S5 A（RPS5A）启动子启动Cas9并带有红色荧光蛋白筛选标记的CRISPR-Cas9载体,提高拟南芥CRISPR-Cas9编辑效率,并利用这套系统对拟南芥木葡聚糖内糖基转移/水解酶基因TOUCH4（TCH4）进行编辑。【方法】在pKSE401载体的基础上,以从胚胎发育早期就表现出高转录活性的RPS5A启动子替换35S启动子、以DsRed2替换潮霉素抗性基因,构建拟南芥中使用的CRISPR载体pRSE-WH;以AtTCH4为靶基因,使用CRISPR-P 2.0（http://crispr.hzau.edu.cn）设计靶位点,将所设计的靶点序列在拟南芥参考基因组中比对分析以排除非特异性靶位点,最终筛选出2个靶位点target 1和target 2。化学合成带有接头的靶位点寡核苷酸序列,退火后分别与pRSE-WH载体连接,构建TCR1和TCR2表达载体,采用农杆菌介导的沾花法侵染野生型拟南芥Col-0,以红色荧光蛋白为标记筛选获得T₁代转基因阳性植株。通过靶位点扩增测序法判断T₁代转基因植株在预期靶位点是否发生编辑,根据测序结果的峰图对编辑情况进行解码,进一步分析突变类型及基因型。【结果】构建了一个在拟南芥中高效编辑的CRISPR载体pRSE-WH。TCR1和TCR2成功地实现了对TCH4的定点编辑,靶点一的编辑效率为80%,靶点二的编辑效率为100%,总编辑效率为86%。根据测序结果的峰图解码了T₁代植株的突变结果,纯合编辑、杂合编辑、双等位编辑均有出现。对不同的编辑类型进行统计发现,59株T₁代阳性植株中,无编辑8株,占比13.56%,纯合编辑9株,占比15.25%,双等位编辑40株,占比67.80%,杂合编辑2株,占比3.39%。在T₁代发生纯合编辑以及双等位编辑的株系中选择了无红光种子进行繁种,并对T₂代植株编辑情况进行测序检测,结果发现T₁代中的突变成功遗传到了T₂代无Cas9株系中。【结论】pRSE-WH在拟南芥中展现了极高的编辑效率,并且通过对种子进行红色荧光筛选,能够简便地获得无Cas9且稳定遗传的T₃代突变体。     

基于CRISPR/Cas9技术构建猪miR-136基因编辑载体

为了阐明microRNA对猪产仔数的调节机制,采用CRISPR/Cas9技术构建针对猪miR-136的基因编辑表达载体。通过实验,在miR-136基因成熟区及其下游设计两个单链引导RNA(sgRNA),合成4条磷酸化的单链DNA寡核苷酸,复性后形成两条带粘性末端的双链寡核苷酸片段,插入线性化的载体pX462的BpiI酶切位点处,转化感受态大肠杆菌DH5α,经测序确认,得到两个编辑表达载体pX462-miR-136-1和pX462-miR-136-2。构建了两个编辑miR-136基因的表达载体,为猪繁殖力的调控研究奠定了技术基础。     

用CRISPR-Cas9在绵羊成纤维细胞ACTG1导入荧光标记基因

【目的】在绵羊成纤维细胞中,针对ACTG1基因羧基端,定点导入荧光蛋白标记基因,将外源基因定点导入绵羊基因组中,建立有效的方法。【方法】CRISPR-Cas9系统在绵羊成纤维细胞基因组特定区域引起DNA双链断裂,从而诱导细胞修复断裂的的基因组。通过NHEJ修复途径,在特定位点导入外源基因,改善定点导入效率。【结果】采用CRISPaint通用供体模板,结合CRISPR-Cas9系统,在绵羊成纤维细胞ACTG1基因导入荧光标记效率达1.4%,获得了外源基因定点导入的单克隆细胞株。【结论】CRISPR-Cas9系统结合NHEJ,能够有效的将大的外源DNA序列导入绵羊成纤维细胞的预定基因组位点。     

CRISPR/Cas9系统在植物基因组定点编辑中的研究进展

当外源DNA通过转基因技术导入植物细胞后,会以同源重组或非同源重组两种不同的方式整合到基因组中,进而获得相应的目标性状。外源DNA与受体细胞序列相同或相近的位点发生重新组合,从而整合到受体细胞的染色体上称之为同源重组;当发生了DNA双链断裂的细胞为了避免DNA或染色体断裂而造成DNA降解或对生命力的影响,而强行将2个DNA断端彼此连接在一起时则为非同源重组。发生非同源重组的细胞其基因组常出现核苷酸片段的插入和/或缺失以及其他突变等多种情况,使得研究者无法得到精确控制的突变结果;而发生同源重组的细胞基因组序列通常不变,通过加入同源重组的供体DNA,可以实现对基因组的精确修饰和改造。由于在植物中产生自发同源重组的概率很低,对植物基因组进行精确修饰和改造非常困难,位点特异性核酸酶的出现和应用,大大提升了同源重组的效率,使基因组编辑变得更加高效和精确,从而使得对包括植物在内的任何物种进行基因组编辑都将成为可能。锌指核酸酶（ZFN）和TALE核酸酶（TALENs）是能够使DNA的靶位点产生DNA双链断裂进而实现基因组定点编辑的常用系统,但在具体应用中发现这两种系统存在着许多缺陷和不足,如脱靶效应、与基因组进行特异结合与染色体位置及邻近序列有关等,另外技术难度大、构建组装时间长也限制了其应用。CRISPR/Cas系统广泛存在于细菌及古生菌中, 是机体长期进化形成的RNA指导的降解入侵病毒或噬菌体DNA的适应性免疫系统。Ⅱ型CRISPR/Cas系统经过密码子优化等改造后已成为继锌指核酸酶ZFNs和TALENs后的新型高效定点编辑的新技术,具有突变效率高、制作简单、易操作及成本低的特点。目前,该技术成功应用于人类细胞、斑马鱼、小鼠以及细菌的基因组精确编辑,编辑的类型包括基因的定点插入、小片段的缺失、多个位点同时突变、基因定点的indel突变等。目前,CRISPR/Cas系统在植物中的应用还比较有限,但该技术为植物基因工程的发展呈现了美好的前景。文中首先简要介绍了CRISPR/Cas系统的组成和基本原理,进而详细综述了该技术在植物内源基因和外源基因定点编辑中的应用,主要列举了自CRISPR/Cas系统改造成功以来利用该系统对单子叶和双子叶植物进行基因组定点编辑的案例,最后对基因组编辑技术在农业和植物基因工程上的应用进行了展望,希望能够为开展该领域研究的科研工作者提供参考。     

基因组编辑技术及其安全评价管理

基因组编辑技术解决了常规育种需要多代杂交、所需时间长的问题,加快了育种进程;同时,由于人为增加突变效率、存在脱靶效应等也带来了潜在的安全性问题。简要概述了3 种基因组编辑技术的原理和优缺点,并通过基因组编辑技术与传统育种技术和转基因技术的比较分析,讨论了基因组编辑技术及其产品的优势和可能因脱靶效应而引发的生物安全风险。同时,介绍了世界主要国家对基因组编辑植物的监管模式和相关政策,并结合我国现行法规对转基因生物的定义和风险评估的原则,讨论了基因组编辑技术及其产品的安全评价管理,初步提出了基因组编辑植物的安全评价管理思路。     

利用 CRISPR/Cas9 技术定向编辑水稻 OsIQD1 基因

【目的】植物特异性 IQD 家族蛋白质是一类植物特有的钙调素结合靶蛋白,在植物的生物防 御和发育调节中发挥重要作用。前期酵母双杂筛选试验表明,Pik-H4 与 OsIQD1 存在互作关系,为进一步 揭示 OsIQD1 在水稻抗稻瘟病中的生物学功能,利用 CRISPR/Cas9 编辑技术对 OsIQD1 基因进行定点编辑。 【方法】通过序列比对获得水稻 OsIQD1。在 OsIQD1 第 1 外显子和第 5 外显子（DUF4005 结构域）区域设计 2 个 20 bp 的编辑靶点,将 2 个靶点核苷酸片段克隆至 pRGEB32 载体,获得 pRGEB32-OsIQD1-gRNA 载体,利用 农杆菌介导法转化水稻 Pik-H4 NIL 愈伤组织,经再生培养、潮霉素检测获得转基因阳性植株,并对 T0 代转基 因植株靶点区域序列进行 PCR 和测序,分析 osiqd1 的突变类型。【结果】转基因再生植株经过对抗潮霉素基因 HPT Ⅱ的 PCR 鉴定,获得 30 株阳性株系。对 T0 代植株靶点附近序列的测序结果表明,OsIQD1 基因被成功编 辑,两个位点的编辑效率分别为 21.67% 和 26.67%,其中,靶点 2 区域有 1 个纯合突变株系。【结论】研究结 果为进一步利用 osiqd1 突变体开展其参与钙离子 / 钙调素信号转导通路的机制研究提供了遗传材料,初步推定 OsIQD1 参与植物的基础免疫反应。