栎叶枇杷原生质体的分离与培养

初步探讨了栎叶枇杷胚培养获得愈伤组织，人胚愈伤组织分离原生质体以及原生质体的早期培养方法，着重研究了酶混合液对栎叶枇杷原生质体分离和培养的效应。结果表明：以１％纤维素酶和２％果胶酶配合使用效果最好，得率和成活率分别为（９．８±０．０３）×１０＾６和９６．０％。作为酶混合液中渗透压稳定剂的甘露醇浓度则以１１％－１２％为好，从合适的酶混合液中得到的原生质体培养已获得愈伤组织。     

枇杷原生质体培养形成愈伤组织

把茂木、尾早生、解放钟、长红等枇杷品种的心脏形至完全成熟的胚,离体培养于分别附加一定浓度植物生长调节剂的B_5,MS和改良MS(大量元素减半,简称mMS)的培养基中,诱导产生胚性愈伤组织.这种愈伤组织在添加低浓度的2,4-D的mMS培养基上产生体细胞胚.以初代和继代培养若干代的愈伤组织作为分离原生质体的材料来源.酶解液的主要成分为纤维素酶、离析酶和崩溃酶,附加0.6 mol/L的山梨醇作为渗透压稳定剂,原生质体的最高得率为1.65±0.6×10~7/g.原生质体经液体浅层培养或半固体培养4—5d后,观察到第1次细胞分裂,2周后形成小细胞团.培养2个月后,获得了愈伤组织.     

西双版纳黄瓜子叶原生质体培养

西双版纳黄瓜子叶在含1%纤维素酶、0.5%离析酶、加或不加0.3%半纤维素酶和0.3mol/L 甘露醇的CPW 酶液中游离出大量优质原生质体。浅层培养在附加0.5mg/L2.4-D 和1.0mg/L KT 等成份的KM_(8P)(-NH_4~+)培养基上,形成了微愈伤组织。转接到MS 附加多种成分的固体培养基上,愈伤组织得到增殖和生根。     

人参原生质体的分离培养

以人参愈伤组织细胞悬浮系为材料,研究了人参原生质体的分离纯化方法及影响因素.结果表明:以人参愈伤组织细胞悬浮系为材料,在加入1%纤维素酶和0.5%果胶酶、甘露醇浓度0.7 mol/L的酶解液中酶解8 h分离得到的人参原生质体产量最高;采用人参与胡萝卜共培养培养基,进行看护培养成功地培养出愈伤组织.     

苹果新品种原生质体培养

对苹果新品种“皇家嘎拉”、“新乔纳金”和“短枝富士”原生质体培养方法进行了研究，由胚珠愈伤组织建立悬浮细胞系分离原生质体，并通过ＬＭＰ包埋培养的原生质体可形成伤组织。     

罗布麻愈伤组织原生质体分离培养

[目的]探究罗布麻愈伤组织原生质体的分离培养及其影响因素,[方法]以罗布麻无菌苗子叶与下胚轴诱导的愈伤组织为材料,研究MS培养基附加不同激素组合对原生质体分离培养的影响以及愈伤组织继代培养、不同浓度纤维素酶与离析酶组合、DPD和MS等4种培养基对原生质体产量的影响。[结果]激素组合中以6-BA0．5mg／L＋NAA0．5mg／L组合获得最高愈伤组织诱导率,达100％;用固体培养基进行继代培齐的愈伤组织的原生质体产量高于液体培养基,尤其以从继代1次愈伤组织收集的原生质体最为适宜;纤维素酶0．30％＋离析酶0．30％组合获得的原生质体产量最高,且细胞碎片较少;DPD培养基的原生质体较其他培养基的分裂得早,MS培养基的培幂效果最差,[结论]该研究为罗布麻遗传转化、突变体筛选及体细胞融合育种提供了技术途径：     

中国水仙花粉原生质体的分离与培养

取水仙花花葶中上部即将开放的花蕾,按常规方法消毒后,把花粉粒挤在含纤素酶0.5%、果胶酶1.5%、甘露醇12%的酶混合液中.保育5h 后离心、纯化,可获得2±0.04×10~5(个/朵)原生质体.花粉原生质体在附加 BA,2,4-D 分别为0.5mg/L,甘露醇5%,蔗糖10%的1/2 MS 或 KM8p 的液体培养基中,培养3d,原生质体开始分裂.每隔10d 换培养液一次,使培养基的渗透压逐渐降低至普通培养浓度.1个月后,形成肉眼可见的愈伤组织,转入以琼脂糖作固化剂的相同培养基中培养2个月后,细胞分裂减弱.愈伤组织的增殖和分化,目前正在进一步探索之中.     

罗勒(Ocimum basilieum)原生质体的分离和纯化

以罗勒愈伤组织、悬浮培养细胞、无菌苗幼叶为材料,研究了罗勒原生质体的分离纯化方法及影响因素。结果表明:材料的起始状态对原生质体分离的产量、质量均有明显影响;以泥状愈伤组织为材料,其原生质体的产量(以鲜重测)可达1.25×107个/g,存活率大于94%。该原生质体可进一步用于罗勒的原生质体培养与细胞融合。     

花椒原生质体分离与培养研究

以花椒试管苗叶片、愈伤组织和悬浮细胞为试验材料,通过单因素试验研究酶液浓度、渗透压调节剂浓度对花椒原生质体分离的影响,并以花椒试管苗叶片分离出的原生质体为试验材料,研究培养基种类、培养密度、不同激素配比对花椒原生质体培养的影响。结果表明,酶液浓度、渗透压调节剂浓度对花椒原生质体分离有显著影响。在适宜条件下,用甘露醇作花椒原生质体分离的渗透压调节剂,浓度在0.6~0.7 mol·L^-1时分离效果最佳。以花椒叶片为原生质体分离材料的最佳酶液组成为CPW-0.7 mol·L^-1甘露醇+1.0%(w/v)纤维素酶R-10+1.5%(w/v)果胶酶,酶解时间为10 h,纯化后的原生质体产量和活力分别可达82.36×10⁵ 个·g^-1和72.74%。以愈伤组织和悬浮细胞为分离材料的最佳酶液组成均为CPW-0.6 mol·L^-1甘露醇+2.0%(w/v)纤维素酶R-10+0.5%(w/v)果胶酶,酶解12~14 h,纯化后的原生质体产量及活力分别为31.26×10⁵ 个·g^-1、59.15%和53.87×10⁵ 个·g^-1、63.92%。以花椒试管苗叶片为原生质体分离材料,分离纯化后的花椒原生质体在无激素的WPM培养基中,培养密度为1×10⁵个·mL^-1,培养第3天原生质体第1次分裂,2周分裂3~5次,原生质体28 d后形成微细胞团,培养60 d后可形成2 mm左右的愈伤组织。     

金线莲原生质体游离的研究

采用生物化学的方法对兰科药用植物金线莲Anoectochilus formosanus Hayata原生质体的分离进行了试验探讨.结果表明，从金线莲叶片组织分离原生质体的效率很高，以含有ω=1％的Macerozyme R-10和ω=2％的Cellurase ONOZUKA R-10的酶解溶液进行5-6h的处理，可以从1g鲜质量的嫩叶材料得到820万个以上的原生质体．     

红麻下胚轴原生质体的分离与培养

采用暗培养3日龄的红麻无菌苗下胚轴,在0.45 mol·L-1甘露醇的渗透压条件下,以5.0mg·L-1纤维素酶(Cellulose R-10)和5.0mg·L-1果胶酶(Pectinase)酶解12 h,原生质体的产率最高,活力较强.以5.0×104个·mL-1的密度,在改良的KM8P培养基中,附加0.5 mg·L-1 2,4-D和0.5 mg·L-1 6-BA,用微滴法培养,对原生质体的分裂和愈伤组织的形成极为有利.     

植物组织培养技术的研究进展

植物组织培养技术作为一种科研手段 ,发展异常迅猛 .从组织培养的原理、组织培养方法及培养过程中遇到的问题这 3方面综述了近 5 a国内植物组织培养的新研究     

木薯脆性胚性愈伤组织原生质体培养与植株再生

【目的】建立有效的木薯原生质体再生体系,为原生质体融合以及原生质体转化等研究奠定技术基础。【方法】酶解木薯品种TMS60444 的脆性胚性愈伤组织（FEC）的悬浮系,分离原生质体的产量最高达3.5×106个/g,FDA检测其活性约90%。用TM2G培养基以液体浅层法分别在5×105个/mL和2×105个/mL密度下培养,培养过程中前30 d用0.3 mol•L-1 TM2G新鲜培养基每10 d更换1次,此后每10 d用0.25 mol•L-1 TM2G新鲜培养基更换。原生质体培养45 d后即可挑出1-2 mm大小的愈伤组织分别在MSN培养基上分化胚、CMM上促胚成熟、CEM上茎伸长、MS上生根。【结果】在5×105个/mL的原生质体培养密度下,长出的都是致密型愈伤组织（能分化胚状体）,而在2×105个/mL的密度下培养长出的有致密型愈伤组织,也有空泡型愈伤组织（不能分化胚状体）。本试验共挑出1 479个致密细胞团,分化获得757个子叶胚,已再生完整植株186棵。【结论】本研究分离的原生质体产量和活性有较大提高,对前人所指出的瓶颈问题有所改进,原生质体再生植株效率有较大提高。     

海岛棉胚性细胞团的原生质体游离和培养

以海岛棉无菌苗下胚轴为外植体诱导产生愈伤组织，挑选胚性愈伤组织建立悬浮培养胚性细胞系。用含有纤维素酶、半纤维素酶和离析酶的混合酶液从新海３号、新海７号和２８２这３个品种的胚性细胞悬浮培养物中游离出原生质体。原生质体用液体浅层法培养仅见再生细胞的１次分裂；用含有低融点琼脂糖的ＫＭ８Ｐ培养基进行琼脂糖珠悬浮法培养，原生质体再生细胞经几次分裂后产生再生细胞团     

花生原生质体分离与培养

以花生(Arachis hypogaea L.)品种花育20为材料,探讨不同的酶液浓度、酶解时间及渗透压对花生原生质体分离的影响.结果表明:原生质体分离的适宜酶液配比是2%纤维素酶(Cellulase Onozuka Rs)、0.2%果胶酶(Pectolyase Y-23),甘露醇渗透压调节剂的浓度为0.7mol/L,暗处理10h,叶片原生质体产量为4.86x105个/ml,存活率75.6%,愈伤组织原生质体产量为4.97x105个/ml,存活率75.4%.将分离的原生质体培养在添加1mg/LNAA和4mg/LBAP的改良MS液体培养基中.培养约2～3天后,细胞开始分裂.然后部分细胞继续分裂,并形成细胞团.培养5～6周后,将培养物转移到添加2 mg/L2,4-D和3 mg/L BAP的MS液体培养基(pH5.8)中进行培养.7～8周后,将形成的直径为1～2 mm的小愈伤组织转移到添加1 mg/LNAA和5 mg/LBAP的MS固体培养基上培养,小愈伤组织迅速生长.转移3-4周后,愈伤组织长至7～9mm.