CRISPR/Cas技术可有效介导家鸡基因敲除

本研究旨在家鸡上建立一种高效、稳定的基因组定点编辑技术体系,实现目的基因定点敲除,为后续家鸡基因编辑提供操作依据。基于NCBI数据库提供的CDS序列克隆C2EIP(chr2,Expression In PGC)基因全长,并根据基因序列中APM的位置设计特异性gRNA1、gRNA2和gRNA3,并构建cas9/gRNA载体;将设计好的cas9/gRNA转染状态良好的DF-1,利用Luciferase SSA重组检测法、T7E1酶切法以及TA克隆测序法检测gRNA在DF-1细胞中基因的敲除效率。Luciferase SSA重组检测结果表明,只有cas9/gRNA3载体具有基因敲除活性,荧光活性比对照组高两倍,T7E1酶切结果显示cas9/gRNA3基因的敲除活性为27%,TA克隆测序结果表明,30个测序菌液中有8个菌液出现不同数目的碱基缺失或增加,初步估计基因敲除效率为26%。通过本研究在家鸡中初步建立了cas9介导的基因敲除技术,该技术能够稳定的在鸡的细胞DF-1上介导基因敲除。     

利用CRISPR/Cas9技术对鸡AMHR2基因进行精确编辑

为了在鸡基因组上对AMHR2基因进行精确编辑,该研究利用crispr.mit.edu:807网站设计并通过PCR退火拟合获得成对的AMHR2基因靶位点,将靶位点分别整合进pX330-U6-Chimeric_dBsa I-CBh-hSpCas9载体骨架,构建靶向AMHR2基因的成对CRISPR/Cas9敲除载体。将包含成对靶位点的DNA序列整合进pB-CMV-DsRed-CAG-Chimeric.200 bp repeat.Puro-T2A-GFP载体骨架,构建与敲除载体对应的双荧光报告载体。载体测序鉴定正确后分别共转染HEK293T细胞与鸡DF-1细胞,通过细胞荧光粗略判断CRISPR/Cas9系统是否工作。随后,利用Puromycin对基因编辑阳性的DF-1细胞进行药物筛选富集,提取细胞基因组进行TA克隆,进一步检测CRISPR/Cas9系统的工作效率。结果表明靶向鸡AMHR2基因的CRISPR/Cas9敲除系统构建成功,且成对靶位点敲除系统的工作效率高于单一靶位点敲除系统,CRISPR/Cas9敲除系统在DF-1细胞基因组上对AMHR2基因的敲除效率约为60.0%,并在鸡DF-1细胞基因组上实现了AMHR2基因的精确编辑。     

CRISPR/Cas9系统在鸡MSTN上的效率验证

随着基因编辑技术的飞速发展,CRISPR/Cas9技术逐渐成为主流。为了验证CRISPR/Cas9系统在鸡基因组上的切割效率,在鸡肌肉生长抑制素(Myostatin,MSTN)基因第1、第2外显子上各自筛选了5个Cas9靶点,构建p X330-sg RNA表达载体;将GFP质粒电转入DF-1细胞,通过检测表达GFP细胞的比例来优化电转程序;将载体用优化后的电转程序电转入DF-1细胞,培养72 h;最后收集细胞提取基因组,通过T7核酸内切酶Ⅰ(T7EⅠ)酶切试验,选出具有Cas9切割效率的靶点片段,将该片段连入p MD19-T载体,测序并分析结果。结果表明CRISPR/Cas9系统可以成功对DF-1细胞基因组进行切割并引入突变,其中1号外显子上4号靶点的突变率为64.3%,2号外显子上2号靶点的突变率为23.3%。研究表明CRISPR/Cas9系统在DF-1细胞中可以有效切割基因组,为CRISPR/Cas9技术应用于鸡的基因组编辑提供科学依据。     

利用CRISPR/Cas 9技术构建大肠杆菌aroA基因的敲除系统及其初步应用

旨在利用CRISPR/Cas 9新型基因编辑技术构建大肠杆菌aroA基因的敲除系统,并分析其对不同大肠杆菌aroA基因敲除、修复的差异。首先构建靶向aroA基因的CRISPR/Cas 9载体;随后人工设计同源修复供体基因序列,并亚克隆到CRISPR/Cas 9载体中,构建成完整的CRISPR/Cas 9基因敲除体系;将该系统分别应用到大肠杆菌DH10B、DH5α和JM109细胞中,PCR鉴定筛选到的阳性菌株,并回收其扩增条带进行克隆、测序。CRISPR/Cas 9载体的酶切与测序结果均正确,表明载体构建成功;PCR鉴定结果显示,该系统对三种大肠杆菌均能进行aroA基因的有效敲除,敲除效率为46%~58%;测序结果进一步证实目的基因敲除成功。本试验成功构建大肠杆菌aroA基因CRISPR/Cas 9敲除系统,为进一步研究致病菌aroA基因功能及开发减毒大肠杆菌疫苗提供新型、有效的基因敲除工具。     

CRISPR/Cas9系统介导的一步法胚胎注射获得猪GGTA1敲除胚胎

利用CRISPR/Cas9系统介导的一步法注射方式,对猪1-细胞期孤雌胚胎进行注射来获得GGTA1基因敲除胚胎,同时对胚胎发育过程进行跟踪,探索CRISPR/Cas9系统介导猪基因敲除效率和对胚胎发育的影响。结果表明,与对照组相比,利用CRISPR/Cas9系统一步法制备基因敲除胚胎,对卵裂率、囊胚率等胚胎发育指标方面无显著影响;利用T7内切酶I检测发现,GGTA1基因突变率约为28.07%;测序发现,突变类型包括插入型突变以及插入-删除型突变。说明CRISPR/Cas9系统介导的一步法能够高效快速地实现基因敲除且不影响早期胚胎发育。     

利用CRISPR/Cas9技术制备敲除Myostatin基因牛胎儿成纤维细胞株

CRISPR/Cas9系统作为第3代人工核酸内切酶,是一种具有广阔应用前景的基因定点修饰工具。肌肉生长抑制素(Myostatin,MSTN)基因能够负向调节肌肉的生长,影响动物的产肉量。为了获得MSTN基因敲除的细胞株,给转基因动物的制备提供材料,试验利用CRISPR/Cas9系统的不同类型的表达载体对牛MSTN基因外显子序列随机设计靶位点,利用T7核酸内切酶I(T7EI)从中挑选出敲除效率最高的靶位点的表达载体,在无筛选标记条件下对牛胎儿成纤维细胞进行基因敲除。结果表明:经过长时间培养获得了基因敲除的细胞株。说明CRISPR/Cas9技术用于基因敲除方面的研究应用前景广阔。     

水牛asf1a基因克隆及高效敲除靶位点的筛选

本研究旨在对水牛anti-silence factor 1a (asf1a)基因进行克隆并行生物信息学分析,并进一步筛选基于CRISPR/Cas9基因编辑系统的高效敲除asf1a基因位点。根据NCBI公布的牛asf1a基因mRNA序列设计特异性引物,以水牛GV期卵母细胞RNA反转录后的cDNA作为模板,通过PCR技术克隆获得asf1a基因序列片段,利用生物信息学分析方法,对克隆得到的序列进行和相应翻译的蛋白质进行了分析。在克隆得到的水牛asf1a基因序列上筛选3个PAM位点,并根据PAM位点构建3个gRNA载体(g1、g2、g3)以及相应的RGS载体,将pcDNA3.1-h Cas9连同gRNA、RGS 3种质粒按照3∶1∶1比例共转293T细胞,筛选高效的CRISPR/Cas9敲除位点。试验以水牛GV期的卵母细胞RNA作为模板,通过RT-PCR技术克隆获得asf1a基因序列,并据测序结果设计靶向区域筛选高效asf1a基因敲除位点。结果发现,水牛asf1a基因CDS区全长615 bp,编码204个氨基酸;多重序列分析显示,水牛asf1a基因核苷酸序列与黄牛、绵羊、猪、人、小鼠同源性分别达到了99%,98%,97%,96%,93%;蛋白质结构预测分析发现存在ASF1-hist-chap等结构,二级结构含有9个α螺旋、12个β折叠、14个T转角、14个无规则卷曲。系统进化树分析表明,水牛和黄牛亲缘性最接近。根据水牛asf1a设计的敲除载体转染293T和成纤维细胞后,细胞基因组进行T7E1酶切的结果表明,g1位点对水牛成纤维细胞敲除效率最高,达到93.82%,同时,sanger测序表明效率达17/20。本研究成功克隆了水牛asf1a基因和分析了其生物学信息,同时筛选出了asf1a的高效敲除位点,为研究水牛asf1a基因功能奠定基础。     

靶向敲除猪ApoE基因的CRISPR/Cas9系统构建及基因组检测

通过敲除猪的ApoE基因,为后期构建ApoE缺陷型动物模型奠定基础。利用CRISPR/Cas9系统和实验室前期构建的报告载体,分别构建了靶向猪ApoE基因的两个CRISPR/Cas9表达载体和相应的报告载体。通过CRISPR/Cas9表达载体和RG(Red-GFP)报告载体转染HEK 293T细胞荧光观察结果显示,构建的CRISPR/Cas9表达载体均有较高的活性,进一步在流式细胞仪上检测其活性分别为6.50%和6.83%。将CRISPR/Cas9表达载体和RPG(Red-PuroR-GFP)报告载体转染PK15细胞系,经过嘌呤霉素药物筛选后,对富集到的细胞进行基因组检测。结果显示本系统能够对猪PK15细胞中的ApoE基因进行有效的敲除,其敲除效率分别为40%、53.3%。试验结果可为ApoE敲除猪动物模型的构建提供理论依据。     

CD163单等位基因表达的iPAMs细胞系的构建及其介导PRRSV感染的特征分析

【目的】试验旨在利用CRISPR/Cas9基因编辑技术获得CD163(cluster of differentiation 163)单等位基因表达的永生化猪肺泡巨噬细胞系(immortalized porcine alveolar macrophages, iPAMs),并探究其介导猪繁殖与呼吸综合征病毒(Porcine reproductive and respiratory syndrome virus, PRRSV)感染的特征,为深入研究CD163基因在PRRSV感染中的作用机制奠定基础。【方法】在猪CD163基因外显子1区域设计8条向导RNA(single guide RNA,sgRNA),并将其连接到pX458载体中,通过T7E1酶切试验检测不同sgRNA载体的活性;将活性较高的3条sgRNAs表达载体电转染到iPAMs中,通过流式细胞术分选单克隆细胞,对获得的单克隆细胞进行基因型鉴定、蛋白表达检测、脱靶分析以及PRRSV感染分析。【结果】在设计的8条sgRNAs中有3条基因编辑效率在28%以上。基因型鉴定结果表明,50株片段敲除的单克隆细胞中有4株符合预期的CD163单等位...     

CRISPR/Cas9体外酶切检测猪生长抑素基因定点修饰靶点活性的研究

本试验旨在通过CRISPR/Cas9体外酶切法检测猪生长抑素(SST)基因定点修饰靶点的活性。试验设计5个长20 bp的单链导向RNA(sgRNA),即SST-sgRNA-g1、SST-sgRNA-g2、SST-sgRNA-g3、SST-sgRNA-g4和SST-sgRNA-g5。化学合成sgRNA寡核苷酸序列,将寡核苷酸序列连接到可同时表达Cas9和sgRNA的质粒中,挑选正确克隆的质粒作为模板进行体外转录形成SST-sgRNA。利用CRISPR/Cas9体外酶切含靶点的DNA片段,根据酶切条带的灰度换算成sgRNA活性。结果显示目的sgRNA寡核苷酸双链成功插入到质粒中且序列正确,以质粒为模板体外转录SST-sgRNA成功。靶位点经Cas9蛋白酶切后与标准sgRNA1和sgRNA2酶切活性作比较,确定靶点SST-sgRNA-g1、SST-sgRNA-g4和SST-sgRNA-g5活性较高,可为在细胞水平、胚胎水平做基因定点修饰提供依据。     

CRISPR/Cas9介导RB1基因敲除及其在鸡前脂肪细胞分化、增殖中的功能研究

旨在研究RB1基因在鸡前脂肪细胞分化和增殖过程中的功能,本研究利用CRISPR/Cas9系统在鸡前脂肪细胞中敲除RB1基因,检测鸡前脂肪细胞的分化和增殖能力及相关标志基因的表达水平。结果表明,CRISPR/Cas9系统能够有效介导RB1基因的敲除并引起RB1基因翻译的提前终止,敲除效率可以达到10%。油红O提取比色和CCK-8的结果显示,敲除RB1基因后,鸡前脂肪细胞的分化能力减弱、增殖能力增强;qRT-PCR结果显示,RB1基因敲除之后脂肪细胞分化标志基因G0S2、FAS、A-FABP的mRNA表达水平下降,尤其是G0S2基因的表达水平在前脂肪细胞分化的各个阶段都表现为显著的下降。同时RB1基因敲除还引起细胞周期相关基因CyclinD1、E2F1、Ki67、PCNA的mRNA表达水平升高。初步推断,RB1基因可能是调控鸡前脂肪细胞分化和增殖的关键调节因子。     

CRISPR/Cas9系统敲除山羊CDK2基因载体构建及转染效率检测

细胞周期蛋白依赖性蛋白激酶-2(CDK2)是细胞通过和进入S期所必须的细胞周期调节激酶,与许多癌细胞的生长有关。然而,目前在山羊上关于CDK2基因敲除及相关功能的研究尚未见报道。研究采用CRISPR/cas9系统,首先设计CDK2基因的sgRNA片段,在合成CDK2 sgRNA核苷酸序列后,构建能够同时表达sgRNA和Cas9 D10A的质粒PYSY-CDK2 sgRNA,连接并转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞,对转化子进行验证,最后转染HEK293T细胞,检测细胞荧光和细胞增殖。酶切和测序结果证明,CDK2基因敲除载体构建正确;荧光显微镜检测显示,细胞转染效率在75%以上;细胞增殖检测表明,山羊CDK2敲除质粒不会对人源细胞增殖产生影响。说明采用CRISPR/Cas9构建的载体,可为后续获得山羊CDK2基因缺失型细胞系,研究支原体肺炎感染引发的细胞凋亡分子机制提供理论依据。     

CRISPR/Cas9介导的绵羊胎儿成纤维细胞肌肉生长抑制素基因敲除研究

肌肉生长抑制素(myostatin,MSTN)基因突变可引起动物出现"双肌"性状,提高产肉性能。利用CRISPR/Cas9技术制备MSTN基因敲除的绵羊胎儿成纤维细胞,为制备MSTN基因敲除羊提供材料。设计构建4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,脂质体转染细胞后,通过SURVEYOR分析和测序等方法对敲除效率进行检测,采用极限稀释法挑选稳定敲除的细胞系。试验成功构建了4个靶向MSTN基因的CRISPR/Cas9载体,细胞转染后,测序结果显示pX330-target 1和pX330-target 4载体作用的靶位点处出现突变,SURVEYOR分析检测其在靶位点产生切割的效率分别为24.20%和10.18%。通过极限稀释法,获得12个MSTN基因突变的细胞克隆,其中1个为纯合突变。序列比对发现靶位点处有小片段碱基插入或缺失突变,部分会出现移码突变。成功利用CRISPR/Cas9系统实现了绵羊MSTN基因敲除,证明该系统可有效应用于绵羊基因编辑,产生的突变细胞系为制备MSTN基因敲除羊提供了材料。     

基于CRISPR/Cas9技术的法尼醇X受体缺失株的构建及其对HeLa细胞增殖的影响

试验旨在利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建法尼醇X受体（FXR）基因稳定敲除细胞株,并考察其对HeLa细胞增殖的影响。根据CRISPR/Cas9靶点设计规则,设计3对特异性识别FXR基因第1外显子相关序列的上下游小向导RNA（small guide RNA,sgRNA）,以PX459质粒为载体,构建真核重组表达质粒。酶切和测序鉴定后将重组质粒转染至HeLa细胞中,用嘌呤霉素进行阳性细胞筛选,再用实时荧光定量PCR检测HeLa细胞FXR基因敲除稳定株中FXR的表达量,并用Western blotting方法鉴定HeLa细胞FXR基因敲除效果。最后用结晶紫染色试验检测FXR基因敲除对HeLa细胞增殖的影响。结果显示,经测序后,3对sgRNA位置与方向均正确插入到PX459质粒载体内,成功构建出重组表达质粒PX459-sgRNA;实时荧光定量PCR和Western blotting检测结果显示,转染后筛选出的细胞中FXR蛋白不表达,表明构建出稳定敲除FXR基因的HeLa细胞株;结晶紫试验结果发现,FXR基因敲除的HeLa细胞染色深度明显低于正常HeLa细胞,FXR基因敲除HeLa细胞孔D_{595 nm}值极显著低于野生型HeLa细胞孔（P<0.01）,说明HeLa细胞FXR基因敲除株的增殖能力较正常HeLa细胞显著降低。本试验利用CRISPR/Cas9技术成功获得了内源FXR基因敲除细胞株,且FXR基因敲除对癌细胞增殖具有显著抑制作用,为研究FXR的功能和作用机制提供了细胞模型,并为研究FXR在相关癌症发生发展中的作用奠定了基础。     

利用CRISPR/Cas9系统敲除绵羊皮肤成纤维细胞Wnt2基因的研究

为了研究无翅基因相关整合位点2(Wnt2)在绵羊毛囊发育中的作用,通过CRISPR/Cas9系统介导的基因编辑技术在绵羊原代皮肤成纤维细胞中敲除Wnt2基因,经T7E1酶切试验进行敲除结果验证,实时荧光定量PCR分析Wnt2、E-钙黏蛋白(CDH1)、半光天冬氨酸酶3(Caspase3)和成纤维细胞生长因子5(FGF5)在敲除后的表达量变化。结果显示:绵羊原代皮肤成纤维细胞中Wnt2基因敲除成功,编辑效率约14.35%;Wnt2相对表达量极显著下调(P0.01),CDH1相对表达量极显著上调(P0.01),Caspase3及FGF5表达上调显著(P0.05)。结果表明:Wnt2基因对毛囊的生长发育具有促进作用。     

我国科学家新建立两种基因敲除克隆猪模型

<正>10月14日消息,中国科学院广州生物医药与健康研究院研究员、吉林大学教授赖良学博士的研究团队利用最新的CRISPR/Cas9基因敲除技术成功地培育出两种基因敲除克隆小型猪,即酪氨酸酶基因敲除猪和PARK2和PINK1双基因敲除猪,建立了人类白化病和帕金森综合征两种猪模型。此次赖良学研究团队将新兴的CRISPR/Cas9技术与体     

DF-1细胞中TLR7编码基因的敲除及其抗FAdV-4感染的天然免疫应答

旨在构建高质量的禽源细胞系，应用CRISPR/Cas9技术实现鸡胚成纤维细胞(DF-1)的Toll样受体7(TLR7)编码基因的敲除，构建稳定的细胞培养禽腺病毒4型(FAdV-4)增殖体系。采用荧光定量PCR的方法对FAdV-4感染DF-1细胞后先天性免疫信号通路中效应分子进行检测，选择转录水平显著上调的基因TLR7作为研究对象；构建sgRNA载体与Cas9表达载体共转染DF-1细胞，经绿色荧光蛋白(GFP)阳性特征分选单克隆，PCR验证及增毒试验筛选后获得TLR7编码序列敲除的DF-1-TLR7-KO#3单克隆细胞系，命名为DF-1-TLR7-KO细胞。对敲除前后DF-1细胞的天然免疫系统对FAdV-4感染的拮抗效应和病毒在不同细胞中增殖效率的差异进行了研究。结果表明：成功构建的TLR7编码序列敲除的DF-1细胞系，与原始细胞相比病毒增殖能力提高。试验对细胞的天然免疫系统与FAdV-4感染的互作机理进行了初步探索，为更好地研究宿主对病毒入侵的应答机制，提高疫苗生产效能提供了研究基础和生物材料储备。     

靶向小鼠Rbmy基因的CRISPR/Cas9系统高效切割位点筛选及其表达载体构建

性反转是指动物表现的性别特征与其应有的性别相反的现象。性反转小鼠可作为动物模型研究哺乳动物性别分化机制、性别控制技术以及研究人类性别连锁疾病发病机理和防治方法。已有研究证明,在胚胎期敲除雄性小鼠的Y染色体将获得XO基因型的性反转小鼠。本研究设计了6个不同的sgRNA,使共能介导Cas9蛋白作用于小鼠Y染色体上的多拷贝基因—Rbmy(RNA-binding motif gene),通过比较不同的sgRNA介导Cas9对靶序列的切割效率,最终筛选出一条能够高效介导Cas9靶向Rbmy基因的sgRNA6,该sgRNA6在体外切割效率达到100%,细胞内切割突变效率为15.4%,利用该sgRNA6构建了靶向Rbmy基因的CRISPR/Cas9系统表达载体。利用该载体转染小鼠雄性睾丸间质瘤细胞,成功获得了XO基因型的单细胞克隆团。本研究所构建的靶向Rbmy基因的CRISPR/Cas9系统表达载体可用于小鼠胚胎注射,为获得Y染色体敲除的XO型性反转小鼠模型提供基础。     

CRISPR/Cas9系统敲除miRNA-182和miRNA-155的初步研究

CRISPR/cas9基因编辑系统可高效的实现目标基因靶向敲除,是当前基因功能研究的强有力工具。然而目前该系统主要针对编码蛋白质基因的靶向编辑,靶向非编码基因,尤其是miRNAs的基因少有报道。由于miRNA序列的简短性和多样性,从基因功能缺失的水平上研究其功能、成熟过程等还有一定的困难。我们基于CRISPR/cas9基因编辑系统,特异有效的敲除了HEK293T细胞中的miRNA-155和miRNA-182的种子区或发夹序列区,同时发现cas9与gRNA不同配比的转染剂量显著影响目标miRNA的敲除效率,其中cas9:gRNA的转染剂量在1:4时敲除效率最高。我们的研究阐明了CIRSPR/cas9系统在靶向敲除miRNAs基因的可行性,为研究miRNA在特定细胞中的生理学功能提供技术基础。