‘小黄’菊遗传转化再生体系的建立

以‘小黄’菊茎段、叶盘为外植体 ,选用MS培养基为基本培养基 ,附加激素 6 BA和NAA ,通过研究不同激素浓度组合对外植体愈伤诱导及不定芽分化的影响 ,建立了较好的遗传转化再生体系 .试验结果表明‘小黄’菊茎段、叶盘最适分化培养基分别为MS +6 BA 2mg L +NAA 1mg L和MS +6 BA 1mg L +NAA 0 1mg L ;小苗的最佳生根培养基为 1 2MS +NAA 0 1mg L ,生根率可达 10 0 % ;4 0mg L卡那霉素可以抑制茎段的分化 ,10mg L卡那霉素可以抑制叶片的分化 ,2 0mg L卡那霉素可以抑制分化小苗的生根 .     

地被菊‘北林黄’再生体系的建立及其抗生素敏感性研究

采用地被菊‘北林黄’叶片为外植体进行愈伤组织的诱导和植株再生,并对25 d苗龄的幼嫩叶片进行抗生素敏感性实验,结果表明,不同的激素配比影响叶片的再生能力,其中以MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 0.6 mg/L诱导叶片再生率最高。幼苗的最佳增殖培养基为1/2MS+NAA 0.05 mg/L。叶片对G418十分敏感,G418的适宜使用浓度以10 mg/L为宜,羧苄青霉素的浓度以250 mg/L为宜。     

矮生沿阶草茎尖离体培养及其植株再生

以矮生沿阶草幼嫩茎尖为外植体,进行愈伤组织、丛生芽诱导以及壮苗、生根培养基筛选对比研究,建立矮生沿阶草组培快繁体系。结果表明,采用MS+0.1 mg/L BA+0.1 mg/L KT+1.0 mg/L NAA或MS+0.2 mg/L BA+0.05 mg/L KT+1.0 mg/L NAA,愈伤组织诱导率96%以上,愈伤组织致密、淡黄色;将诱导的愈伤组织接种于MS+2.5 mg/L BA+0.5 mg/L KT+0.2 mg/L NAA或MS+3.0 mg/L BA+0.05 mg/L KT+0.1 mg/L NAA或MS+2.0 mg/L BA+0.1 mg/L KT+0.1 mg/L NAA培养基中,可分化出较多的丛生芽;丛生芽接种于MS+2.5 mg/L BA+0.1~0.2 mg/L NAA培养基中进行壮苗培养,幼苗生长健壮、色泽良好;适宜矮生沿阶草组培苗生根的培养基为1/4 MS+0.2 mg/L NAA,外观表现良好。     

‘紫泉’萱草的组培快繁技术研究

[目的]建立一套完整的‘紫泉’萱草组织培养快繁技术体系。[方法]选取‘紫泉’萱草的花托及幼嫩的茎段为外植体,旨在建立‘紫泉’萱草离体培养的有效再生体系。[结果]适合花托愈伤组织产生的培养基是MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.01 mg/L,适合茎段愈伤组织产生的培养基是MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L。诱导不定芽分化与增殖的最佳培养基为MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.1mg/L,最佳生根培养基为1/2MS+NAA 0.4 mg/L。[结论]为‘紫泉’萱草的大规模生产提供基础数据。     

杜仲愈伤组织诱导和植株再生体系的建立

【目的】研究在BA、NAA、IBA、2,4-D等激素作用下,杜仲愈伤组织诱导、愈伤组织诱导丛生芽及丛生芽诱导生根各阶段的最佳培养基配方,建立杜仲植株再生体系,为杜仲转基因研究提供基础材料。【方法】以杜仲成熟胚、幼嫩胚、叶片和茎段为外植体,使用BA、NAA、IBA、2,4-D等激素,配制成不同质量浓度的培养基,进行杜仲愈伤组织诱导,同时分析愈伤组织诱导丛生芽和丛生芽诱导生根培养基的最佳配方,建立杜仲植株的再生体系。【结果】杜仲愈伤组织诱导的培养基分别为:成熟胚MS+BA 2.0mg/L+NAA 2.5mg/L,诱导率77.8%;幼嫩胚MS+BA 0.5mg/L+2,4-D 2.0mg/L,诱导率88.9%;叶片MS+BA 0.5mg/L+NAA 0.5mg/L,诱导率100%;茎段MS+BA 2.0 mg/L+NAA 0.5 mg/L,诱导率为100%。愈伤组织诱导不定芽形成的适宜培养基为MS+BA 1.0mg/L+NAA 0.05mg/L,不定芽诱导率为88.9%,增殖系数为3±1;杜仲在1/4MS的基本培养基中生根最好,生根率达80%,激素的存在反而会抑制生根。【结论】杜仲成熟胚、幼嫩胚、叶片和茎段均可通过愈伤组织途径诱导不定芽的形成,并诱导生根,建立杜仲愈伤组织再生体系,但不定芽的增殖系数较低。     

黄芩组织培养与快速繁殖条件的研究

用黄芩茎段作为外植体进行愈伤组织诱导及分化培养,确定黄芩愈伤组织诱导和分化培养的最佳培养基分别为MS+6BA 1.0 mg/L+NAA0.5 mg/L和MS+6BA 0.5mg/L+NAA0.5 mg/L,最佳的生根培养基为1/2MS+NAA0.4 mg/L。     

菊花2个品种高效再生体系的建立

以地被菊花2个品种‘铺地金’和‘北林红’的叶片为外植体,以MS为基本培养基,以不同浓度配比的6-BA,NAA为生长调节物质进行离体培养,直接分化出不定芽获得再生植株.试验表明:‘铺地金’叶片外植体再生的最适培养基为MS 6-BA 2.0 mg/L NAA 1.0 mg/L,再生率高达96%,其叶柄在此培养基上的再生率为90%;‘北林红’再生的最适宜培养基为MS 6-BA 1 mg/L NAA 0.5 mg/L,再生率为96%,但其茎段和叶柄在此培养基上不能高效再生.‘铺地金’腋芽增殖的最佳培养基为MS 6-BA 0.5 mg/L NAA 0.01 mg/L,每腋芽外植体平均增殖不定芽数达到5.5个.‘北林红’腋芽增殖的最佳培养基为MS 6-BA 0.5 mg/L NAA 0.05mg/L和MS 6-BA 0.5mg/L NAA 0.01mg/L,腋芽外植体平均增殖不定芽数达到6.3个和5.6个,二者之间的差异不显著.     

雪菊的组织培养研究

以雪菊带芽茎段、茎尖、叶片为外植体以MS为培养基添加不同浓度6BA和NAA进行组织培养实验,结果表明适合带芽茎段愈伤组织诱导的培养基为MS＋6BA1.0mg/L＋XAA0.3mg/L;适合茎尖愈伤组织诱导的培养基为MS＋6BA1.0mg/L＋XAA0.1mg/L;适合叶片愈伤组织诱导的培养基为MS＋6BA3.0mg/L＋NAA0.3mg/L,适合雪菊愈伤组织增殖和不定芽诱导的培养基为MS＋6BA2.0mg/L＋NAA0.3mg/L;适合雪菊试管苗生根的培养基为1/2MS＋6BA0.3mg/L＋XAA0.03mg/L,蔗糖减半,以雪菊无菌苗的带芽茎段、茎尖和叶片为外植体成功地诱导出了愈伤组织,其中带芽茎段愈伤组织诱导率最高时间最短效果最好茎尖次之叶片最差.     

濒危药材金线莲愈伤组织诱导及分化成苗研究

[目的]建立有效的濒危药材金线莲的再生体系,为其工厂化生产奠定技术基础。[方法]选取福建金线莲的叶片、茎片、带节茎段、不定芽为外植体,建立无菌体系,而后以愈伤组织的诱导率为指标,采用正交设计优化不同外植体各阶段(愈伤组织的诱导和分化)培养基中激素的种类及浓度。[结果]在试验的福建金线莲4种外植体中,不定芽的愈伤组织诱导率最高,可达96.67%,其最适培养基配方为MS+0.5 mg/L NAA+4.0 mg/L BA+0.3 mg/L KT。在此培养基上,诱导的愈伤组织在分化培养基MS+0.5 mg/L NAA+2.0 mg/L BA和增殖培养基MS+0.2 mg/L NAA+2.0 mg/L BA上继代形成了无根试管苗。[结论]该研究建立的无菌繁殖体系,解决了前人所指出的金线莲愈伤组织诱导率极低的瓶颈问题,组培成苗的效率有较大提高。     

绿萝组织培养与快繁技术

【目的】研究绿萝组培快繁技术要点,为绿萝再生体系建立和工厂化生产提供技术支持。【方法】以绿萝叶片和无节茎段为外植体,以MS为基本培养基,探讨不同浓度的激素组合（1.0～3.0 mg/L 6-BA、0.1～0.3 mg/L NAA、0.1～0.3 mg/L IBA）对愈伤组织诱导及其分化、不定芽诱导、生根培养等的影响。【结果】两种外植体均能产生愈伤组织,但茎段产生愈伤组织较快,产生不定芽也快。叶片诱导愈伤组织的最适培养基为MS+6-BA 3.0 mg/L+NAA 0.3 mg/L,愈伤组织分化的最佳培养基为MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L。茎段诱导愈伤组织及其分化的最适培养基均为MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L,最适生根培养基为1/2MS+NAA 0.2 mg/L。【结论】绿萝叶片和茎段可作为愈伤组织培养的较好外植体,茎段培养效果优于叶片。     

一品红试管快速繁殖技术研究

对影响一品红组织培养能力的激素浓度和基本培养基用量以及有机物的添加进行研究得出,基本培养基间断使用MS和1/2 MS;各培养基的激素浓度:初代培养基为6-BA 1.0~2.0 mg/L+NAA 0.5~1.0 mg/L,增殖培养基为6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L,生根培养基为NAA 0.5 mg/L;初代和增殖培养初期使用添加0.1%的活性炭为培养基,1周后,再转移到不加活性炭的培养基中,培养物长势明显好转。以食用白糖代替蔗糖对培养效果无影响。     

红叶石楠试管苗培养与快繁技术研究

以红叶石楠的茎段和顶芽为外植体,对影响红叶石楠组织培养能力的不同培养基成分进行研究。结果表明,不同培养阶段的培养基最佳激素配比:启动培养基为MS+6-BA2.0mg/L+NAA0.1mg/L,增殖培养基为1/2MS+6-BA2.0mg/L+NAA0.1mg/L,生根培养基为1/2MS+NAA0.2mg/L+IBA0.5mg/L;在启动培养阶段添加0.1%的活性炭对培养效果有很好的改善。初步建立了红叶石楠的试管苗组培快繁技术体系。     

丹参的组织培养及植株再生

丹参为中国重要中草药，临床上广泛用来治疗心血管疾病。研究丹参的组织培养和植株再生。结果表明，在幼茎、幼叶、花蕾等3种外植体中，幼茎为最佳外植体；6-BA，NAA或2，4-D不同激素组合中，以MS＋6-BA0．5mg／L＋2，4-DO．5mg／L为最佳的愈伤组织诱导培养基，MS＋6-BA1．0mg／L＋NAA0．5mg／L为最佳的芽诱导培养基；IAA，IBA和NAA3种激素中，以1／2MS＋IBA0．5mg／L为最佳的丹参试管苗生根培养基。     

不同激素浓度对黄芪茎段组织培养的影响

以蒙古黄芪茎段为外植体,MS为基本培养基,设计不同浓度的IAA,NAA和6-BA等单因子和不同比例的细胞分裂素组合试验。结果表明,在芽的诱导增殖过程中,MS+NAA0 mg/L+6-BA1.0 mg/L的培养基效果最好;在诱导植株茎叶壮实高大增殖过程中,MS+NAA 0 mg/L+6-BA 0.3 mg/L的培养基效果较好,诱导率分别为89.2%和82.8%;生根培养过程中,MS+IAA2.0 mg/L的培养基效果较好,诱导生根率为55.9%。     

不同激素浓度对柠条茎段组织培养的影响

以小叶锦鸡儿茎段为外植体,MS为基本培养基,设计不同浓度的IAA、IBA、NAA、6-BA等单因子与不同比例的细胞分裂素组合试验.结果表明:在芽的诱导增殖过程中,MS+NAA 1.5 rag/L+6.BA0.5 mg/L的培养基效果好,诱导率为86.7%.生根培养过程中,MS+IAA 5.0 mg/L的培养基效果好,诱导生根率为87.1%.     

转基因耐盐玫瑰组培快繁体系的建立

用转基因耐盐玫瑰的硬枝带芽茎段、绿枝带芽茎段、嫩叶为外植体进行组织培养快速繁殖研究,通过诱导培养,从中选出适于组织培养的外植体。试验表明:绿枝带芽茎段是转基因耐盐玫瑰组织培养的最佳外植体;诱导芽生长的最适培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L,诱导率为26.67%;诱导芽增殖的最适培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L+ZT 0.5 mg/L,增殖倍数为8;诱导生根的最适培养基为1/2 MS+NAA 0.5 mg/L,每苗生根数为11;移栽以河砂∶蛭石∶草炭=1∶1∶1的栽培基质为最佳,成活率达85%以上。     

葡萄胚珠诱导成苗的研究

通过对葡萄几个品种胚珠愈伤组织的诱导、再分化,以胚状体发生途径实现植株再生。结果表明:以葡萄的胚珠为外植体,在附加不同浓度的2,4-D与6-BA的MS、B5和NN-1969培养基上培养,愈伤组织诱导以NN+2,4-D0.5mg/L+6-BA1.0mg/L培养基最佳,诱导率为84.1%,胚性愈伤组织诱导率为79.5%;将胚性愈伤组织置于含NAA0.03mg/L和6-BA0.5mg/L的NN培养基中,胚状体诱导率为6%～15%;胚状体在无激素MS培养基中的成苗率为0%～20%。     

非洲菊的组织培养研究

为提供非洲菊化学诱变的基础材料以及相应的组培操作技术,采用非洲菊品种‘琳达’的幼嫩花托为外植体进行组织培养研究,外植体最佳消毒时间为流水冲洗1 h,75%的酒精浸泡30 s,0.1%的HgCl2灭菌12 min;诱导产生愈伤组织的最适培养基为：MS＋6-BA 5.0 mg/L＋NAA 0.5 mg/L＋蔗糖3%（w/v）＋琼脂粉7%（w/v）;增殖培养基配方MS＋6-BA 1.0 mg/L＋NAA 0.1 mg/L＋蔗糖3%（w/v）＋琼脂粉7%（w/v）为最适配方;生根壮苗培养基以1/2MS＋NAA0.1 mg/L＋蔗糖2%＋琼脂粉7%为最佳。试验显示以花托为外植体较为容易进行表面灭菌,诱导愈伤组织并分化丛生芽,从而快速建立离体快繁体系。     

不同种系梅花品种组织培养繁殖研究

梅花组培离体繁殖生根非常困难,为了解决不同梅花种系离体组织培养生根困难的问题,为生产梅花脱毒苗和进行转基因操作,该文以‘铁骨红’梅（真梅系）、‘美人’梅（樱李梅系）和‘燕杏’梅（杏梅系）为试验材料,建立了梅花的外植体生长、扩繁、生根的基本培养程序。其中适合‘铁骨红’生长的最佳培养基是改良QL培养基,即QL大量元素＋P培养基微量元素＋MS有机成分＋2倍MS铁盐+30 g/L葡萄糖,该培养基解决了黄化、顶端死亡等组织培养中比较严重的问题;最佳的增殖培养基是改良QL＋1.0 mg/L 6-BA＋0.05 mg/L NAA＋0.5 mg/L GA-3;最佳的生根培养基是1/2改良QL＋0.3 mg/L NAA＋0.1 mg/L IBA。‘美人’梅和‘燕杏’的增殖培养基分别是WPM＋1.0 mg/L 6-BA＋0.1 mg/L NAA和MS＋0.5 mg/L 6-BA＋0.05 mg/L IBA;生根培养基分别是1/2WPM＋0.5 mg/L NAA和1/2MS＋0.5 mg/L IBA。