腊花组培快繁体系研究

为探讨最适初代诱导、增殖继代生根的培养基配方,建立腊花的组织培养技术体系,以腊花嫩茎尖为实验材料,采用MS培养基,向培养基中添加不同配比组合的KT和NAA,对腊花进行初代诱导培养;设置6-BA和NAA不同激素浓度组合进行增殖培养;选用1/2MS培养基为腊花生根培养的基础培养基,添加IBA不同浓度配比培养实验。最佳初代诱芽培养基为MS+ KT 3.0 mg/L+ NAA 0.2 mg/L+琼脂6.2 g/L+蔗糖30 g/L,pH 5.8,诱导率达88.8%。最佳增殖培养基为MS+ 6-BA 1.0 mg/L+ NAA 0.1 mg/L+ 琼脂6.2 g/L+蔗糖30 g/L,pH 5.8,增殖系数为3.6。最佳生根培养基为1/2MS+ IBA 0.6 mg/L+琼脂6.2 g/L+蔗糖30 g/L+0.1 g/L活性炭,pH 5.8,生根率100%。     

‘杂花’薰衣草再生体系的建立

为了获得高效稳定的薰衣草再生体系,本研究以‘杂花’薰衣草叶片为试材,研究了不同激素及浓度对愈伤组织诱导、不定芽分化及不定根形成的影响。结果表明：6-BA与NAA及6-BA与2,4-D组合均能诱导愈伤组织形成,最佳培养基配方分别为MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.3 mg/L+蔗糖30 g/L+琼脂7 g/L和MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.2 mg/L+蔗糖30 g/L+琼脂7 g/L,出愈率分别为95.2%、92%;6-BA与NAA组合诱导不定芽的效果显著优于6-BA与2,4-D的组合,适合诱导再生芽分化的最佳培养基为MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.4 mg/L+蔗糖30 g/L+琼脂7 g/L,分化率为68.1%;最佳生根培养基为1/2MS+NAA 0.2 mg/L+蔗糖30 g/L+琼脂7 g/L,生根率为91.1%。本研究建立了‘杂花’薰衣草的再生体系,为利用转基因技术培育高产优质的薰衣草新品种提供技术支持。     

应用正交设计法优选台湾金线莲快繁培养基

以台湾金线莲试管苗顶芽为外植体,研究基本培养基、6-BA、NAA、蔗糖4个因素对不定芽增殖培养与生根培养的影响,应用L9(34)正交试验设计优选出台湾金线莲快繁培养基。结果表明,4个因素对不定芽增殖与生根培养均有极显著影响。对不定芽增殖培养的影响为：6-BA>蔗糖>NAA>基本培养基。对生根培养的影响为：蔗糖>6-BA>基本培养基>NAA。最适宜的增殖培养基为：MS+6-BA 3.0 mg/L+ NAA 0.3 mg/L+蔗糖20 g/L。最适宜的生根培养基为：1/2MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.6 mg/L+蔗糖40 g/L。     

非洲菊组织培养基筛选研究

采用不同的培养基配方对非洲菊花托进行组织培养试验,综合分析不同的培养基配方在非洲菊组培过程中对花托培养、继代增殖和壮苗生根的影响。结果表明在试验配方中非洲菊花托培养的最适组织培养基为MS+6BA10mg/L+NAA1.0mg/L+糖30g/L+琼脂5%;继代增殖培养的最适组织培养基为MS+6BA1.0mg/L+NAA0.2mg/L+糖30g/L+琼脂7%;无根苗壮苗生根的最适组织培养基均为1/2MS+NAA0.5mg/L+糖20g/L+琼脂7%。     

绣毛马铃苣苔叶片的离体培养

为了建立绣毛马铃苣苔的组培快繁技术,保护和开发利用绣毛马铃苣苔这一珍稀特有野生花卉资源,以MS作为基础培养基,研究植物激素和蔗糖对叶片不定芽诱导、增殖和生根的影响,筛选出绣毛马铃苣苔快速繁殖的最适培养基。结果表明:叶片表面、切口处均可直接诱导分化出不定芽,培养基MS+6-BA0.5 mg/L+KT 0.1 mg/L+NAA 0.3 mg/L+蔗糖25 g/L的诱导效果最好,诱导率达到100%,平均不定芽6.21个。培养基MS+16-BA 0.8 mg/L+NAA 0.2 mg/L+蔗糖30 g/L的不定芽增殖倍数最高,达到5.05倍;在不同浓度NAA的培养基中生根率均达到100%,适宜的浓度为NAA 0.8 mg/L,平均根数达到7.15条。该研究建立了绣毛马铃苣苔的离体再生技术,为其保护和利用奠定了基础。     

东方百合元帅“Acapulco”的组织培养及快繁体系的建立

以东方百合"元帅"(Acapulco)的鳞片为外植体,MS为基本培养基,研究不同浓度的植物生长调节剂对百合快繁体系建立的影响。结果表明,东方百合元帅"Acapulco"的最佳芽诱导培养基是MS+0.5mg/L6-BA+1.0mg/L NAA或1.0mg/LNAA+0.2mg/L KT;芽的最佳增殖培养基是MS+0.5mg/L6-BA+0.8mg/L NAA;芽的最佳增壮培养基为MS+0.5mg/L NAA+0.2mg/L KT。     

霍山石斛试管丛生芽增殖影响因素的探讨

为了更好地保护霍山石斛野生资源,变野生为家种。本试验以霍山石斛试管丛生芽为试验材料,采用3因素3水平L9（33）正交设计方案,考察BA、NAA、KT不同激素及浓度对霍山石斛试管丛生芽继代增殖的影响。试验结果表明：植物激素BA、NAA、KT对霍山石斛试管丛生芽的增殖均有一定影响,其中NAA及KT的影响更为明显,并通过SAS软件统计分析确定三种植物激素的最佳浓度配比分别为：BA 1.5 mg/L,NAA 1.0 mg/L,KT 1.0 mg/L,即霍山石斛试管丛生芽继代增殖的最佳培养基配方为：MS+BA 1.5 mg/L+NAA 1.0 mg/L+KT 1.0 mg/L+食糖30.0 g/L+琼脂 8.0 g/L。     

无籽西瓜茎段组织培养与嫁接育苗技术研究

以无籽西瓜(Citrullus lantus)墨童无菌苗的茎段为外植体,对组织培养与嫁接育苗技术研究进行了研究。结果表明：不同消毒剂对种胚萌发有一定影响,其中消毒剂二氧化氯250mg/L 处理有利于种胚萌芽,萌发率达82.5%;子叶芽诱导的最佳培养基配方为1/2MS +IAA0.2 mg/L+蔗糖30g/L+琼脂7g/L;不同激素浓度对芽丛增殖和单芽生根也有一定影响,其中MS +6-BA0.4 mg/L +IAA0.2 mg/L +蔗糖30g/L+琼脂7g/L继代培养增殖率最高;MS+NAA0.5mg/L生根率最高(96.2%)。     

黄花矶松组织培养及培养基筛选研究

试验选用种子培养的黄花矶松无菌苗的子叶、茎段、下胚轴作为外植体材料,研究不同外植体的离体培养技术及其适宜的培养基。结果表明,生长素2,4-D对不定芽诱导具有明显的促进作用,在其浓度为1.5 mg/L时诱导率最高,子叶是诱导不定芽的良好外植体,最适培养基为MS+ 2,4-D 1.5 mg/L+ 6-BA 2.0 mg/L+ NAA 1.0 mg/L。黄花矶松的最适增殖培养基为MS+6-BA 1.0 mg/L+ NAA 1.0 mg/L,而且是以丛生芽的方式进行增殖的;最适生根培养基是1/2 MS+ KT 1.0 mg/L+ IBA 1.0 mg/L。     

湄潭苔茶良种组培快繁技术初探

为探索贵州茶树组培快繁技术,采用湄潭苔茶地方良种带腋芽茎段为外植体,通过不同培养基、激素和浓度配比试验,得到适宜芽诱导的培养基配方为1/2MS+6-BA2.0mg/L+NAA0.1mg/L+Vc1.0g/L+AC1.5g/L,芽诱导率可达68%;适宜芽增殖的培养基配方为MS+6-BA0.2mg/L+NAA0.1mg/L+GA33.0mg/L。     

木本锦带的组培快繁技术研究

以休眠的锦带枝条作为试验材料进行了木本锦带组织培养试验。在分别比较了不同培养基成分对外植体生根及不定芽生成情况的影响后得出试验结论。试验结果表明:丛生芽增殖的适宜培养基是1/2 MS+6-BA 5.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L+蔗糖30 g/L;生根培养基则以1/2 MS+IBA 1.0 mg/L+琼脂8 g/L+蔗糖40 g/L为宜。     

野生蒙古韭组培快繁体系的建立

蒙古韭属于葱科葱属,是一种具有营养价值、饲用价值、药用价值和生态价值的野生植物资源。用野生蒙古韭的鳞茎作为外植体接入诱导愈伤培养基(MS+1 mg/L NAA+2 mg/L 6-BA+30 g/L蔗糖+8 g/L琼脂,pH 5.2)中,经过40 d培养,可萌发愈伤组织和丛生芽;放入诱导分化培养基(MS+1 mg/L NAA+1 mg/L6-BA+30 g/L蔗糖+6 g/L琼脂,pH 5.2)中,增殖3~5代,陆续获得大量的不定芽;诱导生根培养基为1/2MS+0.5 mg/L NAA+0.2 mg/L 6-BA+30 g/L蔗糖+6 g/L琼脂(pH 5.2),约20 d左右可生根,每棵小苗3~4条根;幼苗移栽成活率约80%,可以短时间内获得大量的蒙古韭幼苗。蒙古韭组培快繁体系的建立为下一步蒙古韭重要基因的功能验证和蒙古韭转基因育种提供理论基础,也为蒙古韭分子生物学相关研究提供材料。     

植物生长调节剂对辣木(Moringa oleifera Lam.)组培快繁的影响

辣木富含维生素、蛋白质和各种微量元素,具很好的保健作用。本试验以辣木种子为外植体,研究植物生长调节剂对辣木不定芽诱导、增殖以及生根的影响。结果表明:适合辣木不定芽诱导的培养基为MS+1.0 mg/L 6-BA+0.2 mg/L NAA;适合辣木不定芽增殖的培养基为MS+0.5 mg/L 6-BA+0.2 mg/L NAA;辣木不定芽生根的培养基以1/2 MS+0.3 mg/L IBA+0.2 mg/L NAA+1 g/L活性炭为佳,根的生长都优于其他培养基。在生根培养基中,NAA和IBA两种植物生长调节剂配合使用优于NAA、IBA单独使用。本研究为辣木组织培养技术的发展提供了研究参考。     

植物生长调节剂对白杜试管苗生长的影响

通过组织培养的方法研究植物生长调节剂对白杜试管苗生长的影响。结果表明:在进行不同浓度植物生长调节剂试验时,以MS为基本培养基,附加BA0.5 mg/L、NAA0.05 mg/L、蔗糖30 g/L、琼脂7 g/L,此时试管苗的增殖效果最佳,培养27 d,有效嫩茎数为3.433;白杜试管苗生根培养基以1/2 MS+NAA1.5 mg/L+蔗糖20 g/L+琼脂7 g/L为好,培养25 d生根率为86%。     

狭叶四照花茎段的离体培养与植株再生

建立高效的狭叶四照花组培快繁体系。以狭叶四照花茎段腋芽为外植体,研究基本培养基和植物生长调节剂对不定芽诱导、不定芽增殖及生根诱导的影响。不定芽诱导过程中,9个组合处理对不定芽诱导均有促进作用,其中WPM+1.0 mg/L 6-BA+0.05 mg/L KT+0.1 mg/L NAA为最佳组合,萌发率达到86.29%;最适宜不定芽增殖培养基为WPM+1.0 mg/L 6-BA +0.2 mg/L NAA,增殖系数4.07;最适宜芽苗生根培养基WPM+1.0 mg/L IBA,生根率达78.94%,生长状态优于其他处理。本实验建立的组培快繁体系,适合狭叶四照花的植株再生。     

桂皮紫萁离体快繁研究

以桂皮紫萁的穗状孢子为外植体进行离体快繁研究.结果表明,破碎孢子囊后的孢子接种在1/6MS+蛋白胨0.5g/L+蔗糖20g/L+琼脂8.6g/L中,在变温变光下培养更易萌发.1/2MS培养基中添加8g/L桂皮紫萁叶片提取液以及(KT 5.0mg/L和NAA 0.5mg/L、NAA 1.0mg/L)均能更好的促进原叶体的增殖.变温变光培养有利于瓶内孢子体的形成和生长,培养瓶外诱导更适合孢子体的转化.     

凉都红香椿外植体快繁体系的研究

以贵州凉都红香椿成熟叶片和无菌苗叶片为材料,筛选可用于诱导叶片再生形成植株的愈伤组织诱导和分化的培养基分别为:MS+0.15 mg/L TDZ+0.3 mg/L NAA+1.0mg/L KT+3%蔗糖+7g/L琼脂和MS+0.1mg/L 6-BA+0.5mg/L KT+0.1mg/L NAA+3%蔗糖+7g/L琼脂;同时筛选到以成熟香椿枝条为材料诱导腋芽生长的最适培养基为:MS+0.2mg/L GA3+0.02mg/L+3%蔗糖+7g/L琼脂。另外,研究还确定了香椿成熟叶片和枝条外植体的最佳消毒条件为:75%酒精处理45s,0.1%升汞灭菌6～8min后,用无菌水冲洗4～6次可降低外植体的污染率。     

水生美人蕉组培快繁技术研究

以水生美人蕉带有芽苞的根茎为外植体进行组培快繁技术研究,结果表明：MS＋BA1.0~4.0mg/L+NAA0.2mg/L培养基能较好地诱导分化出不定芽;MS+BA6.0~8.0mg/L+NAA0.2mg/L培养基增殖效果最好;在MS不加激素和MS＋NAA0.2mg/L培养基上进行生根培养都有不同程度的根分化。株高6~8cm出瓶用苔藓炼苗,成活率达95%以上。     

树莓品种‘Kivigold’快繁技术体系建立

以树莓（Rubus idaeus）品种‘Kivigold’带腋芽茎段为外植体,研究消毒剂HgCl2（0.1%）不同的消毒时间对外植体培养的影响,对不定芽增殖培养基和生根培养基中适宜的激素种类及浓度、生根苗移栽驯化中适宜的基质进行了筛选。结果显示,树莓品种‘Kivigold’外植体的最佳消毒时间为10 min,初代培养时只需添加6-BA即可满足外植体萌发和生长的需要;在不定芽增殖过程中,细胞分裂素主要影响不定芽的增殖,而生长素主要影响不定芽的生长,以质量浓度低于1.5 mg/L的6-BA以及质量浓度低于0.5 mg/L的NAA较为适宜,3种碳源中蔗糖更有利于不定芽的增殖和生长;经过进一步的筛选,确定适宜于‘Kivigold’不定芽增殖和生长的培养基为MS+1.00 mg/L 6-BA +0.10 mg/L NAA（含20 g/L蔗糖和5.9 g/L琼脂,pH 5.8）,适宜于‘Kivigold’不定芽生根的培养基为1/2 MS+0.10 mg/L NAA（含20 g/L蔗糖和5.9 g/L琼脂,pH 5.8）;在移栽驯化中最适宜的栽培基质为泥炭土:珍珠岩=1:1,移栽成活率可达到93.33%。     

贵州金丝桃组培快速繁育技术研究

为了建立贵州金丝桃快繁再生体系,对贵州金丝桃进行了组织培养研究.结果表明:茎段为贵州金丝桃组织最适外植体,初代培养最适宜芽诱导的培养基配方为1/4 MS+TDZ0.5 mg/L+ NAA0.01 mg/L;芽继代增殖最适宜的培养基配方为1/4 MS+ ZT 1.5 mg/L+ NAA 1.0 mg/L;最适宜壮苗生根的培养基为1/4 MS+ ZT 0.1 mg/L+ NAA 1.0 mg/L.